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Was bedeutet die Abkürzung „PIN“ für PIN-Proteine ​​in Pflanzen?

Was bedeutet die Abkürzung „PIN“ für PIN-Proteine ​​in Pflanzen?


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In Pflanzen gibt es sogenannte PIN-Proteine ​​oder PIN-gebildete Proteine. Was bedeutet dieses Akronym?

Wikipedia erklärt kurz die Funktion des Proteins, aber nicht die Herkunft des Namens. Es wird nicht einmal in dem verlinkten Rezensionspapier erklärt, wenn ich nicht etwas übersehe.


Wie viele Gene und Genprodukte wurden PIN-Proteine ​​nach a . benannt mutierter Phänotyp und PIN ist eigentlich kein Akronym; Die Quelle in Ihrem Link erklärt dies tatsächlich (Hervorhebung von mir):

Die Bedeutung und Funktion von AtPIN1 wurde durch den Phänotyp entdeckt, der durch die Loss-of-Function-Mutation im Gen erzeugt wurde: mutierte Pflanzen entwickeln Blütenorgane nicht richtig und erzeugen nackte, nadelartige Blütenstände, die den Namen PIN-FORMED (PIN) gaben. zur Familie

Křeček, P., Skůpa, P., Libus, J., Naramoto, S., Tejos, R., Friml, J. & Zažímalová, E. (2009). Die PIN-FORMED (PIN) Proteinfamilie der Auxintransporter. Genombiologie, 10(12), 249.


Es ist kein Akronym; es ist eine Abkürzung von pinnulate (oder gefiedert), was bedeutet, dass die Pinnulae eines gefiederten Blattes richtig entwickelt sind.

In Großbuchstaben geschriebene Gensymbole weisen auf den Wildtyp-Zustand des Organismus hin: Wenn ein Gen als . bezeichnet wird PIN1, bedeutet, dass sein Produkt (ein Auxin-Transporter) eine normale Verzweigung erlaubt (oder zumindest nicht zu Missbildungen beiträgt); wenn es klein geschrieben ist, pin1, zeigt es an, dass das Gen eine Variante hat, die mit einem mutierten (nicht gefiederten) Phänotyp verbunden ist.

PIN1: nichts ist kaputt

pin1: ein einzelner Stiel ohne Pinnulae (bei Arabidopsis)

Wenn die Mutante wie eine Stecknadel aussieht, ist dies ein Zufall (wahrscheinlich eine Gedächtnisstütze, die von einem englischsprachigen Lehrer vorgeschlagen wurde). Die ursprüngliche Bedeutung leitet sich ab von pinna, was sich auf das normale Aussehen von Blättern und Blüten bezieht.


Oxidationsdefinition und Beispiel in der Chemie

Zwei Haupttypen chemischer Reaktionen sind Oxidation und Reduktion. Oxidation hat nicht unbedingt etwas mit Sauerstoff zu tun. Hier ist, was es bedeutet und wie es mit der Reduzierung zusammenhängt.

Wichtige Erkenntnisse: Oxidation in der Chemie

  • Oxidation tritt auf, wenn ein Atom, Molekül oder Ion bei einer chemischen Reaktion ein oder mehrere Elektronen verliert.
  • Wenn eine Oxidation auftritt, erhöht sich der Oxidationszustand der chemischen Spezies.
  • Oxidation erfordert nicht unbedingt Sauerstoff! Ursprünglich wurde der Begriff verwendet, wenn Sauerstoff bei einer Reaktion einen Elektronenverlust verursachte. Die moderne Definition ist allgemeiner.

Hintergrund

Post-segregational cell kill (PSK) ist ein weit verbreiteter Mechanismus, der mehreren Plasmiden hilft, sich in ihren bakteriellen Wirten zu erhalten [1-4]. Operone, die Gene für wechselwirkende Toxin-Antitoxin (T-A)-Paare enthalten, die auf diesen Plasmiden getragen werden, sind die Basis für PSK. Typischerweise kodiert das erste Gen in diesen Operons ein labiles Antitoxin, das auch als Transkriptionsregulator des Operons wirkt, während das zweite Gen ein stabiles Toxin kodiert. Normalerweise bildet das Antitoxin einen physikalischen Komplex mit dem Toxin und neutralisiert seine Wirkung. Eine Variation dieses Themas wird in Form der instabilen Antisense-RNAs gesehen, die als Inhibitoren der Translation der Toxin-mRNAs wirken. Wenn das Plasmid verloren geht, wird das Antitoxin schnell abgebaut, während das stabile Toxin verbleibt und Zellen, denen das Plasmid fehlt, abtötet. So führen Plasmide mit Systemen für PSK dazu, dass ihre Wirtszellen süchtig nach ihnen werden [1-4]. Darüber hinaus finden sich mehrere dieser T-A-Systeme auch auf prokaryotischen Chromosomen, wo sie möglicherweise alternative regulatorische Funktionen haben [5].

Eine systematische Übersicht über solche T-A-Operone und deren Mechanismen wurde in der wegweisenden Arbeit von Gerdes im Jahr 2000 vorgestellt [6]. In der Folge gab es auch einige wichtige Studien, die die biochemischen Details der Wirkung verschiedener Toxine aufgeklärt haben. Eines dieser Toxine, ParE, wirkte als Inhibitor der DNA-Gyrase und induzierte die Bildung kovalenter DNA-Gyrase-Komplexe, die die Replikation hemmen und die Integrität des Chromosoms schädigen könnten [7]. Im Gegensatz dazu erwiesen sich die Toxine RelE und Doc als Inhibitoren der Translation [5, 8]. Vor kurzem wurde gezeigt, dass das RelE-Protein mit dem Ribosom assoziierte Transkripte spaltet, indem es spezifisch auf Codons abzielt, die mit der ribosomalen A-Stelle assoziiert sind [9]. RelE zeigt Codon-Spezifität, indem es die höchste Präferenz für UAG unter den Stop-Codons und UCG und CAG unter den Sense-Codons zeigt [9]. Interessanterweise wird diese Translationshemmung durch RelE durch die Transfer-Messenger-RNA (tmRNA) aufgehoben, die als Regulator der Proteinstabilität in Bakterien fungiert [10]. Diese Studien haben auch nahegelegt, dass die chromosomalen Versionen dieser Antitoxin-Toxin-Paare als regulatorische Schalter fungieren könnten, die die Genexpression unter schlechten Wachstumsbedingungen kontrollieren.

Obwohl Gerdes vermutete, dass alle T-A-Operone einen gemeinsamen Ursprung haben könnten [6], wurde eine objektive Bewertung der evolutionären Verwandtschaft dieser Proteine ​​und des Ursprungs dieser Systeme nicht durchgeführt. Die Verfügbarkeit einer großen Anzahl prokaryotischer Genomsequenzen ermöglicht es uns, eine Vielzahl von Computeransätzen zu verwenden, um das Problem des Ursprungs und der Evolution dieser Systeme anzugehen. Ein Ansatz mit sensitiven Sequenzsuchen mittels Profilmethoden erlaubt die Detektion von bisher nicht entdeckten entfernten Verwandtschaften [11-13]. Darüber hinaus ermöglicht es auch eine objektive Bewertung von Beziehungen, basierend auf statistischer Signifikanz der erkannten Ähnlichkeiten und multiplen Alignment-abgeleiteten Sekundärstrukturvorhersagen. Ein zweiter Ansatz beinhaltet die Verwendung vergleichender Genomik, um konservierte Gennachbarschaften, Gen- oder Domänenfusionen zu erkennen und funktionelle und evolutionäre Informationen aus diesen kontextuellen Verbindungen zu extrahieren [14-18]. Dieser Ansatz ist im Fall der prokaryotischen PSK-Systeme wegen der starken Kopplung der Toxin- und Antitoxin-Gene in einem einzigen Operon besonders nützlich. Unser Ziel bei der Anwendung dieser Analysen war es, neue funktionelle Zusammenhänge zu entdecken, die zuvor in experimentellen Studien an diesen Systemen möglicherweise nicht entdeckt wurden. Angesichts der jüngsten experimentellen Ergebnisse, die auf eine spezifische Rolle dieser Systeme bei der Regulierung zellulärer Antworten auf Stress hindeuten [9, 10, 19], waren wir auch daran interessiert, neue genomische Versionen von PSK-verwandten Systemen mit einer breiten phyletischen Verteilung zu identifizieren.

Als Ergebnis unserer Analysen konnten wir mehrere neue T-A-Systeme aufdecken und eine evolutionäre Beziehung zwischen ihnen und dem eukaryotischen Nonsense-vermittelten RNA-Abbausystem herstellen. Wir präsentieren auch Beweise dafür, dass die RelE- und ParE-Familien von Toxinen trotz ihrer sehr unterschiedlichen Wirkungsweisen letztendlich von einem gemeinsamen Vorfahren abgeleitet wurden. Darüber hinaus zeigen wir, dass das Doc-Toxin eine große Familie von Enzymen definiert, die potenziell auf RNA wirken und als Regulatoren der Translation sowohl in Prokaryoten als auch in Eukaryoten fungieren könnten.


Einführung

Entwicklungsbiologen konzeptualisieren häufig Musterbildungsmechanismen in einheitlichen Zellfeldern, aber in Wirklichkeit können Positionsinformationen unter dynamischen Umständen erzeugt und übersetzt werden, in denen sich Zellen teilen, wachsen und ihre Form ändern. Diese Umstände ermöglichen unerwartete Rückmeldungen und machen die Analyse zu einer Herausforderung. Rhizotaxis, die Anordnung von Seitenorganen entlang der Pflanzenwurzeln, ist ein gutes Beispiel für einen Musterbildungsprozess, der in einem dynamischen Kontext abläuft. Die Mechanismen, die die Rhizotaxis regulieren, sind lange Zeit ein Rätsel geblieben, obwohl der Ursprung der Seitenwurzeln bereits 1888 beschrieben wurde [1]. In Arabidopsis, Seitenwurzeln entstehen aus zwei Reihen von perizyklischen Zellen, die neben dem Protoxylem liegen [2], und das Muster der entstandenen Seitenwurzeln kann in Bezug auf den Längsabstand entlang einer Datei und der linken / rechten Komponente beschrieben werden (Abbildung 1A). Das longitudinale Muster ist variabel und kann nicht durch Mechanismen erklärt werden, die zwischen den Initiationen eine festgelegte Zeit, Distanz oder Anzahl von perizyklischen Zellen erfordern [3]. Es besteht jedoch eine starke Tendenz, dass seitliche Wurzeln auf der Außenseite, also der konvexen Seite der Kurve entstehen [4]. Diese Tendenz korreliert mit einer überdurchschnittlichen Auxinantwort am proximalen Ende der meristematischen Zone (MZ) weit vor den ersten asymmetrischen Teilungen [5]. Die seitliche Wurzelbildung kann durch globale Erhöhungen des Auxingehalts [6] und insbesondere durch lokale Aktivierung der Auxinsynthese in perizyklischen Zellen induziert werden [7]. Mutationen, die Pflanzen weniger empfindlich gegenüber Auxin machen, reduzieren die Anzahl der Seitenwurzeln [8,9]. Darüber hinaus kann eine chemische oder genetische Hemmung des Auxintransports die laterale Wurzeldichte verringern [10–12]. Diese Beobachtungen weisen darauf hin, dass die Seitenwurzelbildung durch Auxin beeinflusst wird, aber sie zeigen nicht den zugrunde liegenden Mechanismus. Hier kombinieren wir experimentelle und mehrstufige Modellierungsansätze, um den molekularen und biophysikalischen Mechanismus aufzuklären, der die rhizotaktische Musterbildung reguliert.

(A) Lateralwurzeln werden an der Außenseite von Kurven in einem abwechselnden Links/Rechts-Rhythmus gebildet (Ö zeigt das Äußere an, und ich die Innenseite der Kurve L bezeichnet links und R rechts relativ zur Hauptachse der Wurzel).

(B–D) Beispiele für Wurzelkrümmungen durch gravitrope Stimulation verschiedener Zeitintervalle (B) 3 h (C) 4,5 h (D) kehrte nie zurück. Schwarzes Sternchen (*) zeigt die Position der entstandenen seitlichen Wurzel an, rote Pfeilspitze zeigt die Mitte der Kurve an. Maßstabsbalken repräsentiert 500 µm.

(E) Die seitliche Wurzelbildung korreliert mit dem Grad der Wurzelkrümmung, die aus der gravitropen Stimulation über verschiedene Zeiträume resultiert. Symbole zeigen die Zeit in der umgekehrten Position an. Der Abstand von der Mitte der Kurve zur nächsten entstandenen Seitenwurzel wird angegeben.

(F) Laterale Wurzeleinleitung wird bei manuell gekrümmten Wurzeln induziert. Links: Position entlang der Kurve, wo sich seitliche Wurzeln bilden, wird neben der/den vergleichbaren Position(en) für gerade Wurzeln angegeben. Der Mittelpunkt der Kurve ist als Null definiert, und negative Werte liegen näher an der Wurzelspitze, distal zum Mittelpunkt der Kurve. Die Kurve wurde 0,5 cm von der Wurzelspitze entfernt gemacht. Rechts: Prozentsatz der Seitenwurzeln, die sich auf jeder Seite der Hauptwurzel bilden. Die Seiten werden bei gekrümmten Wurzeln als innen und außen und bei geraden Wurzeln als links und rechts definiert, wie in Abbildung 1A gezeigt.

(G) DR5::GFP akkumuliert asymmetrisch in der Stele von manuell gekrümmten Wurzeln. Durchgehende rote Symbole zeigen die äußere Hälfte der Stele an, offene schwarze Symbole zeigen die innere Hälfte an.

(H) Die Wurzelkrümmung aufgrund der gravitropen Reaktion führt zu inversen asymmetrischen Auxinverteilungen in der Primärwurzel MZ. DR5::vYFP (nuklear), PIN7:GFP (ER). Die offene Pfeilspitze zeigt den Schwerkraftvektor während des anfänglichen Wachstums an, die durchgezogene Pfeilspitze zeigt den Schwerkraftvektor während der Inversionsperiode und das eingekreiste Kreuz zeigt den Schwerkraftvektor an, der während der Bildgebung in die Ebene gerichtet ist. Maßstabsbalken repräsentiert 100 µm.

(I–L) Die Auxinantwort wird lokal im Pericyclus und angrenzenden endodermalen Zellen an einer Kurve vor der asymmetrischen Zellteilung verstärkt. Fluoreszierende Marker wie in (H). (I) 300 min, (J) 110 min und (K) 10 min vor und (L) 10 min nach der perizyklischen Zellteilung. Pfeile markieren die Lage des sich teilenden Kerns. Maßstabsbalken repräsentiert 100 µm.


Ergebnisse

PIN1 reagiert langsam auf Stammenthauptung

In unserem zuvor berichteten Basismodell zur Kontrolle der Sprossverzweigung wird das Auxin-Transportnetzwerk über den Stamm als ein einheitliches System betrachtet, wobei die Plasmamembranakkumulation eines generischen PIN-Proteins durch einen kanalisierungsbasierten Mechanismus etabliert und aufrechterhalten wird [33]. Wenn diese Annahme richtig ist, sollten die PIN-Akkumulation und -Polarisation in den Stielen stark auf den Auxinfluss reagieren. Um diese Hypothese zu testen, verwendeten wir isolierte 2-cm-Stängelsegmente aus basalen primären Infloreszenz-Internodien von 5 oder 6 Wochen alten Pflanzen, die ein gut charakterisiertes PIN1-GFP-Fusionsprotein von seinem nativen Promotor exprimieren, das die pin1 Mutante [37]. Dieses Konstrukt wird im Xylemparenchym und in den Kambialzellen der Stammgefäßbündel exprimiert (die Stammanatomie ist in Abb. 1 zusammengefasst), die klassischerweise mit dem PATS assoziiert sind [20,38]. Dieses Ausdrucksmuster ist identisch mit dem eines anderen PIN1pro:PIN1-GFP zuvor beschriebene Linie [10,39].

EIN) Lichtmikroskopische Aufnahme eines Querschnitts durch das basale Internodium eines 6 Wochen alten Arabidopsis-Blütenstandsstamms. Gefäßbündel sind deutlich als dunkelgrüne Dreiecke zu erkennen. Die in dieser Studie verwendeten Längsschnitte wurden über die Mitte des Stamms zwischen zwei Leitbündeln erstellt, wie durch die weiße Linie angezeigt. B, C) Nahaufnahme der zellulären Anatomie in einem Querschnitt eines Arabidopsis-Gefäßbündels und des umgebenden Gewebes. (C) ist schattiert, um Gewebetypen anzuzeigen. D) Lichtmikroskopische Aufnahme des Längsschnitts durch das basale Internodium eines 6 Wochen alten Arabidopsis-Blütenstandsstamms (entlang des in A angegebenen Transekttyps). Gefäßbündel sind als durchgehende weiße Linien sichtbar (angezeigt durch weiße Pfeilspitzen). Einschub zeigt das gesamte 2 cm Segment. Weißes Kästchen zeigt die in E, F gezeigte Region an. E, F) Nahaufnahme der zellulären Anatomie im Längsschnitt eines Arabidopsis-Gefäßbündels und des umgebenden Gewebes. (F) ist schattiert, um Gewebetypen anzuzeigen. Unschattiert/P = Mark, Violett/XP = Xylemparenchym, Gelb/X = Xylem, Grün/C = Kambium, Rot/Ph = Phloem, Orange/E = Epidermis, Blau/IFF = Interfaszikuläre Fasern.

Die 2 cm langen Segmente wurden vertikal zwischen zwei Agar-Abschnitten (nach [40]) gehalten, durch die verschiedene Behandlungen durchgeführt werden konnten. Zuerst haben wir untersucht, wie PIN1-GFP auf das Fehlen solcher Behandlungen („unbehandelt“) reagiert, und näherten uns der Wirkung der Enthauptung intakter Pflanzen. Da die Geschwindigkeit des Auxintransports in Stängeln typischerweise gemessen wird als

6–10 mm/Stunde [41], würde das zum Zeitpunkt der Exzision in diesen Segmenten vorhandene endogene Auxin innerhalb von 4 Stunden aufgebraucht sein. Unter der Annahme, dass der Auxinfluss die polare Lokalisierung von PIN1 aufrechterhält, erwarteten wir daher schnelle Veränderungen der PIN1-Lokalisierung über diesen Zeitraum. Wir haben jedoch beobachtet, dass das PIN1-Verhalten in diesem Szenario bemerkenswert stabil ist. 4 Stunden nach der Isolierung der Segmente trat keine offensichtliche Änderung der PIN1-GFP-Lokalisierung oder -Expression auf ( 2A , 2E und 2I ). Diese Ergebnisse legen nahe, dass entweder die Auxin-Verarmung nicht ausreicht, um die PIN1-Endozytose auszulösen, oder dass die Auxin-Verarmung in diesen Segmenten nicht im erwarteten Zeitraum aufgetreten ist.

PIN1-GFP-Expression in Xylemparenchymzellen (siehe Abb. 1) in Längsschnitten von Hand

2 cm basale Blütenstandsstielsegmente von 6 Wochen alten PIN1pro:PIN1-GFP Pflanzen. „Apical“ und „Basal“ (links) beziehen sich darauf, welches Ende des Segments abgebildet wird. Die Zahlen in der rechten Ecke geben die Anzahl der Segmente/die Anzahl der untersuchten Segmente an, in denen bei dieser Behandlung eine basale, polare PIN1-Lokalisierung beobachtet wurde. Grünes Signal zeigt PIN1-GFP an, rotes Signal ist Chloroplasten-Autofluoreszenz. EIN) Frisch geerntete Stängelsegmente. B, D) Stängelsegmente, die vertikal in Petrischalen zwischen 2 Agarblöcken mit 1 μM NAA im apikalen Block für 1, 3 bzw. 6 Tage gehalten werden. E–L) Stängelsegmente vertikal in Petrischalen zwischen 2 Agarblöcken ohne Hormonbehandlung ('—') für 4 Stunden (E, I), 1 d (F, J), 3 d (G, K) oder 6 d (H, L) am apikalen Ende (E–H) oder basalen Ende (I–L) des Segments.

Nach 1 d war PIN1-GFP auf der basalen Plasmamembran am apikalen Ende vieler Segmente deutlich reduziert oder fehlte (7/17, Abb. 2F). Zum gleichen Zeitpunkt war jedoch immer noch starkes basal lokalisiertes PIN1-GFP im medialen (nicht abgebildeten) und basalen Anteil der Schaftsegmente vorhanden (Abb. 2J), und dieses Signal hielt bis zu 6 d nach der Isolierung an, wenn auch allmählich Schwächung (Abb. 2K und 2L). Im Gegensatz dazu beobachteten wir, dass PIN1-GFP im gesamten Stamm stark exprimiert und an der Basalmembran polarisiert blieb, als wir 1 μM Naphthalinessigsäure (NAA), ein Auxin-Analogon, zum apikalen Agarblock hinzufügten (was eine intakte Triebspitze simulierte). Segment für bis zu 6 d (Abb. 2A–2D). Somit fördert Auxin eindeutig die anhaltende PIN1-Lokalisierung an der basalen Plasmamembran von Xylemparenchymzellen, was mit der Hypothese übereinstimmt, dass das Vorhandensein von PIN1 an dieser Stelle 4 Stunden nach der Enthauptung aus einer langsamer als erwarteten Auxin-Verarmung resultiert. Diese Hypothese wird weiter gestützt durch die starke Divergenz des PIN1-Verhaltens entlang der 2 cm langen Segmente, mit einer apikalen zu basalen Progression der PIN1-Verarmung über 6 Tage, was darauf hindeutet, dass die Auxin-Transportdynamik im Stamm komplexer ist als eine einfache schnelle basipetale Auxin-Verarmung. .

Die Auxin-Transportkinetik des Stamms ist nichtlinear

Um die Idee zu testen, dass die Auxinspiegel in Stammsegmenten langsamer abfallen als ursprünglich erwartet, haben wir die Auxinspiegel sowohl im Gewebe als auch im Eluat der Stammsegmente direkt durch Gaschromatographie-Massenspektrometrie (GC-MS) gemessen. Wir fanden, dass frisch geerntete basale Stammsegmente durchschnittlich 41 pg IAA pro mg Gewebe (Frischgewicht) enthalten (Standardabweichung = 18, n = 4), das entspricht ca. 1400 pg in einem 20-mm-Segment (mittlere Masse

35 mg) und liefert einen Benchmark für die Gesamt-IAA bei t = 0 (Fig. 3A). Wir untersuchten dann, ebenfalls durch GC-MS, das Auxin, das aus dem basalen Ende von frisch geernteten Stammsegmenten über einen Zeitverlauf eluiert wurde, indem wir die Segmente seriell in frischen Sammelpuffer überführten. Auf diese Weise sammelten wir Auxin in den Zeitintervallen 0–0,5 Stunden, 0,5–1 Stunden, 1–2 Stunden, 2–4 Stunden, 4–8 Stunden und 8–24 Stunden. Fast die Hälfte des Auxins wurde in den ersten zwei Stunden gesammelt, was mit der schnellen Auxin-Verarmung übereinstimmt, die wir von zuvor dokumentierten Transportraten für Auxin erwarteten ( 3A ). Die Elution von Auxin wurde jedoch über die nächsten 22 Stunden des Experiments fortgesetzt, was zu einem durchschnittlichen kumulativen Eluat nach 24 Stunden von 1218 pg (Standardabweichung 42, n = 4) was nahelegt, dass bis t = 24 Stunden ungefähr 10 % des ursprünglichen Auxingehalts undrainiert blieben ( 3A ). Als wir jedoch den Gewebe-Auxin-Gehalt von Stammsegmenten, die 24 Stunden lang abtropfen gelassen wurden, auf die gleiche Weise analysierten, fanden wir einen Durchschnitt von 17,6 pg/mg IAA (Standardabweichung = 4, n = 4) entspricht ungefähr 600 pg IAA pro Segment (43 % des t = 0-Gehalts), im Einklang mit der Nettosynthese von

400 pg IAA während des Experiments. Zusammengenommen legen diese Daten nahe, dass zusätzlich zu einem sich schnell bewegenden Auxinpool im PATS ein sich langsamer bewegender Auxinpool innerhalb der Stämme und möglicherweise eine fortgesetzte Auxinsynthese vorhanden sein kann. Die Kombination dieser Faktoren scheint ausreichend zu sein, um die PIN1-Expression an der Plasmamembran im basalen Teil der Stammsegmente für viele Tage nach der Enthauptung aufrechtzuerhalten.

EIN) Endogenes Auxin, das aus 2 cm Stängelsegmenten aus dem basalen Infloreszenz-Internodium von 6 Wochen alten Pflanzen eluiert wurde, wurde durch GC-MS an verschiedenen Punkten nach der Exzision quantifiziert. Das gesammelte kumulative Auxin (pg) wird relativ zur Zeit angezeigt. Die rote Linie zeigt den ungefähren Gehalt an freiem Auxin der Stammsegmente bei t = 0 an. B) Verteilung von radioaktiv markiertem IAA (gemessen als CPM) in 2 mm Intervallen von 24 mm langen Stammsegmenten nach einem 10 min Puls von 5 &mgr;M radioaktiv markiertem IAA wurde dem apikalen Ende des Segments zugeführt. Die Stängel wurden 30 min (blaue Linie), 60 min (rote Linie) oder 90 min (grüne Linie) nach der Pulsapplikation präpariert und durch Szintillation analysiert n = 8 pro Zeitpunkt, Balken zeigen den Standardfehler des Mittelwertes (s.e.m.) an. C) Verteilung von radioaktiv markiertem IAA (gemessen als CPM) in 2 mm Intervallen von 24 mm langen Stammsegmenten nach einem 10 min Puls von 5 &mgr;M radioaktiv markiertem IAA wurde dem apikalen Ende des Segments zugeführt. Die Stängel wurden 120 min (lila Linie), 150 min (hellblaue Linie) oder 180 min (orange Linie) nach dem Anlegen des Pulses präpariert und durch Szintillation analysiert n = 8 pro Zeitpunkt, Balken zeigen s.e.m. D) Auxintransportassay zur Messung der Auxinbewegung über den Stamm hinweg. Es wurden zwei Schemata getestet (b–c und d–e), bei denen das apikale Ende von 18 mm Schaftsegmenten präpariert wurde, sodass nur die Hälfte des Schafts mit radioaktiv markiertem Auxin versorgt werden konnte (siehe Abbildung). Längsschnitte wurden über den Durchmesser des Stiels (oberes Bild, rote gestrichelte Linie) bis zu einer Tiefe von 5 mm gemacht, gefolgt von einem zweiten Quereinschnitt, um die Hälfte des Stiels zu entfernen. Kontrollsegmente (a) wurden intakt gelassen. Im d–e-Schema wurde das basale Ende des Segments zu Beginn des Experiments ähnlich behandelt, um entweder die Hälfte des Stiels direkt unter der Applikationsstelle des Auxins (d) oder diametral gegenüber der Applikationsstelle (e) zu belassen, während im b–c-Schema wurde das basale Ende während des Assays intakt gelassen. Das apikale Ende der Schaftsegmente wurde dann für 6 Stunden in 2 μM 14C IAA eingetaucht. Am Ende des Assays wurden die basalen 5 mm des Stiels von den Stielen seziert. Im b–c-Schema wurden die basalen 5 mm längs halbiert, um das Gewebe direkt unter der Auxin-Applikationsstelle (b) vom diametral gegenüberliegenden Gewebe (c) zu trennen. Die Menge an radioaktiver Markierung, die in die basalen 5 mm in jedem von a, b, c, d und e transportiert wurde, wurde dann durch Szintillation gemessen. Die Grafik zeigt das in jeder dieser Sektionen transportierte Auxin (gemessen als CPM), n = 16, Balken zeigen s.e.m.

Diese Daten legen nahe, dass der Auxintransport im Stamm eine komplexe Kinetik aufweisen kann. Um diese Hypothese zu testen, entwickelten wir einen Pulsassay, bei dem Stammsegmente umgedreht wurden, wobei ihre apikalen Enden 10 Minuten lang in eine Lösung von radioaktiv markiertem Auxin eingetaucht wurden, bevor sie in Röhrchen mit Medien ohne Auxin überführt wurden. Wir verfolgten dann die Verteilung der Radiomarkierung innerhalb der Segmente im Laufe der Zeit, indem wir die Segmente in 2 mm-Abschnitte zerschnitten und die in jedem Abschnitt vorhandene Radiomarkierung quantifizierten. Nach 30 min gab es einen relativ engen Peak der radioaktiven Markierung zum apikalen Ende des Segments hin, an einer Position, die damit übereinstimmte, dass die meisten Auxinmoleküle mit der üblicherweise angegebenen Geschwindigkeit von ungefähr 1 cm/h transportiert wurden, jedoch ein Teil des Auxin Moleküle in diesem Assay bewegten sich wesentlich schneller (Fig. 3B). Zu nachfolgenden Zeitpunkten (60 und 90 min) wurde die Auxinverteilung breiter und flacher, und ein deutlicher Peak war schwer zu erkennen (Fig. 3B). Behandlung mit dem Auxintransporthemmer 1-n-Naphthylphthalamidsäure (NPA) blockierte die Bewegung von Auxin durch diese Segmente, was zeigt, dass diese Profile durch aktiven Auxintransport entstanden sind (S1 Abb.). Von 120–180 min reicherte sich die radioaktive Markierung allmählich am basalen Ende des Stiels an und hinterließ nur einen sehr kleinen Rückstand über den Rest des Stiels (Abb. 3C).

Dieses ziemlich diffuse Muster der Auxinverteilung stimmt nicht damit überein, dass sich Auxin ausschließlich durch das PATS mit hoher Leitfähigkeit bewegt. Wir vermuteten, dass dieses Muster entsteht, weil es einen signifikanten Austausch zwischen dem PATS und dem umgebenden Gewebe gibt [42]. Die Population der radioaktiv markierten Auxinmoleküle in diesem Assay bewegt sich daher nicht einfach linear durch den Transportstrom, sondern breitet sich allmählich entlang des Stiels aus und sammelt sich schließlich an der Basis, wobei sie sich im Durchschnitt langsamer als erwartet bewegt, jedoch mit a sehr große Varianz in der Bewegungsgeschwindigkeit der markierten Auxinmoleküle.

Auxin bewegt sich über Stängel

Wir haben zuvor beobachtet, dass zwei aufeinanderfolgende Knospen an einem isolierten Stängelsegment das Wachstum des anderen hemmen können, obwohl sie sich im Hauptstamm verbinden und daher Auxin in verschiedene Leitbündel exportieren [36]. Im Zusammenhang mit der langsameren und komplexer als erwarteten Bewegung von Auxin entlang des Stamms stellten wir die Hypothese auf, dass diese Hemmung durch die Bewegung von Auxin über den Stamm erfolgen könnte. Um zu beurteilen, ob eine Cross-Stamm-Auxin-Bewegung stattfindet, haben wir einen Cross-Stamm-Transport-Assay (Fig. 3D) entwickelt, der auf einer Modifikation unseres grundlegenden Bulk-Auxin-Transport-Assays basiert, bei dem Stammsegmente 6 Stunden lang apikal mit radioaktiv markierter Auxin-Lösung behandelt werden. Für den Kreuzstammtest wurde radioaktiv markiertes Auxin apikal nur der Hälfte des Stamms zugeführt und dann basal entweder in derselben Hälfte oder in der gegenüberliegenden Hälfte des Stamms gemessen. Wenn sich Auxin in jedem Leitbündel strikt basipetal durch den Transportstrom bewegt, sollte in der gegenüberliegenden Hälfte wenig radioaktiver Marker gesammelt werden, da innerhalb eines einzelnen Internodiens keine vaskuläre Verbindung zwischen dem Ort der Auxinapplikation und der Auxinsammlung besteht [43]. In Übereinstimmung mit unserer Hypothese wurde jedoch eine signifikante Menge an Auxin auf der gegenüberliegenden Seite des Stiels der Stelle der Auxinzufuhr nachgewiesen (Abb. 3D). Zusammengenommen legen diese Daten nahe, dass neben dem klassischen PATS, das mit Leitbündeln assoziiert ist, auch ein nennenswerter Auxintransport durch eine Vielzahl von Geweben im Stamm stattfindet.

PIN1 Expression im Stamm ist Auxin-induzierbar, aber hochgradig zelltypspezifisch

Die beobachtete langsame Verarmung von Auxin deutet darauf hin, dass die langsame Verarmung von PIN1 (Abb. 2) einen kanalisierungsähnlichen Mechanismus widerspiegeln könnte, wobei der Auxinfluss erforderlich ist, um die Polarität von PIN1 aufrechtzuerhalten. Eine weitere Vorhersage der Kanalisationshypothese ist, dass Auxin die Expression von Auxintransportern in naivem Gewebe induzieren kann, und tatsächlich die Expression der PIN1 Es wurde zuvor gezeigt, dass das Gen in Wurzel- und Sprossapikalmeristemen Auxin-induzierbar ist [44,45]. Wir haben daher untersucht, ob die beobachteten Veränderungen in PIN1 Ausdruck in Stammsegmenten könnte durch Veränderungen in . erklärt werden PIN1 Transkription. Mit quantitativer PCR analysierten wir die Transkription von PIN1 in Stammsegmenten, die 3 Tage lang mit apikal appliziertem 1 μM NAA behandelt wurden oder 3 Tage lang unbehandelt gelassen wurden, im Vergleich zu äquivalenten frischen Stammsegmenten. Wir haben das gefunden PIN1 die Transkription wird durch Auxin-Behandlung ungefähr 6-fach induziert und in Abwesenheit von Auxin-Expression ( 4A ) eines Kontroll-Auxin-induzierbaren Gens ungefähr 10-fach reduziert, MEHR AXILLARES WACHSTUM4 (MAX4), verhielt sich erwartungsgemäß als Reaktion auf eine Enthauptung/Auxin-Behandlung [28]. Als wir jedoch GFP-Akkumulationsmuster in PIN1pro:PIN1-GFP Pflanzen in mit Auxin behandelten Segmenten beobachteten wir keine offensichtliche Veränderung des PIN1-Expressionsmusters, selbst in sehr jungen Stängelsegmenten, die unmittelbar nach dem Verschrauben entnommen wurden. Zelldateien exprimierten entweder PIN1 oder nicht, unabhängig von der Auxin-Behandlung (Abb. 4C–4E). Das deutet darauf hin PIN1 die Expression im Stamm ist Auxin-induzierbar, aber hochgradig zelltypspezifisch, und/oder es gibt eine zelltypspezifische posttranskriptionelle Regulation.


Die räumlich-zeitliche Regulation der Auxin-Signalisierungskapazitäten trägt ebenfalls zur SAM-Musterbildung bei

Die Wirkung von Auxin in einem Musterbildungsprozess hängt nicht nur von der Verteilung von Auxin in einem Gewebe ab, sondern auch von der zellulären Fähigkeit, Auxin wahrzunehmen und spezifische Transkriptionsreaktionen auszulösen. Protein-Protein-Wechselwirkungen zwischen den Transkriptionsregulatoren von Aux/IAA und Auxin-Response-Faktoren (ARF) sind von zentraler Bedeutung für die Auxin-Signalgebung. Es gibt 29 Aux/IAA-Gene, die meist kurzlebige Repressoren der Auxin-induzierten Transkription kodieren. Die 23 ARF-Proteine ​​können entweder Aktivatoren (die fünf Q-reichen ARFs) oder Repressoren der Transkription sein. Aux/IAA- und ARF-Proteine ​​können sowohl innerhalb als auch zwischen den Familien Homo- und Heterodimere bilden. Die Instabilität der Aux/IAAs ist intrinsisch auf die sogenannte Domäne II zurückzuführen, die direkt mit SCF-ähnlichen Ubiquitin-Proteinligasen interagiert, die TIR1 oder eines der drei verwandten AFB-F-Box-Proteine ​​( Dharmasiri et al., 2005ein, B Kepinski und Leyser, 2005 Tan et al., 2007). TIR1 und die AFBs fungieren als Auxin-Korezeptoren zusammen mit den Aux/IAAs ( Calderón-Villalobos et al., 2012) und ihre Aktivierung führt zu einem auxinabhängigen Abbau von Aux/IAAs. Ein Modell für die Auxin-Transduktion besteht darin, dass Aux/IAAs mit den ARF-Aktivatoren dimerisieren. Diese Komplexe binden an Auxin-induzierbare Gene und verhindern so die Transkription. Durch Förderung des Abbaus der Aux/IAAs würde Auxin es den ARFs ermöglichen, die Transkription zu aktivieren. Die meisten Aux/IAAs sind selbst Ziele der ARFs, wodurch eine negative Rückkopplungsschleife entsteht.

Behandlung von pin1 Meristeme mit exogenem Auxin zeigten, dass alle Zellen an der Peripherie des Meristems kompetent sind, Organe als Reaktion auf Auxin zu initiieren (Reinhardt et al., 2000). Auxin kann jedoch keine Organogenese im Zentrum des Meristems auslösen. Mutation in MONOPTEROS/vRG5 (MP/vRG5) induziert einen nadelförmigen Phänotyp und blockiert auch die Fähigkeit der PZ-Zellen, auf exogenes Auxin zu reagieren (Hardtke und Berleth, 1998 Reinhardt et al., 2003). MP/ARF5 übt seine Funktion in der Organogenese teilweise aus, indem es auf Auxin-abhängige Weise direkt die Expression von LFY, ANT und ANT-like 6 (AIL6) TFs induziert ( Yamaguchi et al., 2013). Da MP/ARF5 nur an der Meristemperipherie exprimiert wird ( Hardtke und Berleth, 1998 Yamaguchi et al., 2013) hängt die Kompetenz für die Organinitiation an der Peripherie des Meristems somit zumindest teilweise von einer räumlichen Modulation der Auxin-Signaltransduktion ab. Meistens verwenden vor Ort Hybridisierung identifizierte eine kürzlich durchgeführte Studie TIR1, AFB1 und AFB5 sowie über 20 Aux/IAAs und ARFs als Effektoren der Auxin-Wahrnehmung und -Signalgebung in der SAM. Diese Analyse zeigte auch, dass die meisten dieser Regulatoren in der SAM unterschiedlich exprimiert werden, mit einer geringen Expression im Zentrum der SAM und einer hohen Expression in der PZ. Bemerkenswerterweise folgten sowohl die ARF-Repressor- als auch die ARF-Aktivator-Expression diesem allgemeinen Trend. Ein vollständiges Aux/IAA-ARF-Interaktom wurde mithilfe eines Hefe-Zwei-Hybrid-Ansatzes erhalten, und das Wissen über die Topologie des Aux/IAA-ARF-Auxin-Signalwegs wurde genutzt, um ein mathematisches Modell der Kontrolle der Gentranskription durch Auxin im zu entwickeln SAM. Dieses Modell sagte eine Rolle für den Aux/IAA-ARF-Weg bei der Schaffung einer unterschiedlichen Empfindlichkeit gegenüber Auxin zwischen dem Zentrum und der Peripherie der SAM voraus, zusammen mit der Fähigkeit, Fluktuationen im Auxin-Signal zu puffern, um die Transkriptionsantwort zu stabilisieren. Diese beiden Vorhersagen konnten durch die Analyse der Unterschiede zwischen den räumlich-zeitlichen Fluoreszenzmustern von DII-VENUS und DR5 (Vernoux et al., 2011).

Diese Arbeit zeigt, dass die räumliche Verteilung von vRG Gene in der SAM ist wesentlich, um hohe Transkriptionsreaktionen auf Auxin (einschließlich der Aux/IAA-Expression) an der Peripherie des Meristems einzuschränken und ist für die Definition der beiden wichtigsten funktionellen Domänen der SAM, der CZ und der PZ, wesentlich. Darüber hinaus trägt die Rolle des Signalwegs bei der Stabilisierung von Transkriptionsreaktionen auf Auxin wahrscheinlich zur Robustheit der Musterbildung an der SAM und damit der Phyllotaxis bei ( Vernoux et al., 2011). Die Dynamik der Morphogenese an der SAM scheint somit aus einer dynamischen Integration sowohl der räumlichen Verteilung des Auxin-Signals als auch der lokalen Signalisierungskapazitäten in die räumliche Steuerung der Morphogenese zu resultieren ( Abb. 1), ähnlich wie dies kürzlich bei morphogengetriebenen . beobachtet wurde Entwicklungsmuster in Tiersystemen ( Kicheva et al., 2012).

Mehrere Feedback-Schleifen, die über verschiedene Skalen hinweg wirken, treiben die auxingesteuerte Organbildung am SAM an. Die Akkumulation von Auxin in Zellen an bestimmten Stellen des PZ in der SAM löst sowohl die TIR1/AFB- als auch die ABP1-vermittelte Signalübertragung aus. The activation of cellular auxin responses promotes: (1) PIN1-mediated auxin efflux that will in turn influence polar auxin transport patterns in the SAM and (2) the level of auxin biosynthesis in the SAM. These will in turn feed back on the patterns of auxin accumulation amplifying the local growth responses that promote organ formation.


Moderna is working to create mRNA medicines for a wide range of diseases and conditions. These include potential new mRNA medicines for treating infectious diseases, cancer, rare diseases and cardiovascular disease.

Moderna's Research Engine

Our Research Engine combines proprietary digital drug design tools and a highly automated production facility to enable Moderna and our partners to accelerate the pace of research, from idea development to development candidate nomination.

Moderna's Early Development Engine

Our Norwood, MA manufacturing facility allows us to produce the materials needed to supply our pre-clinical and Phase 1 and Phase 2 clinical development programs and the infrastructure required to anticipate future program demand.


Wetlands Decoder Table Download

The database table in this download provides a crosswalk from U.S. Fish and Wildlife Service, National Wetlands Inventory (NWI) wetlands data, as defined by the Federal Wetland Mapping Standard, to the complete wetland definitions, as defined by the Federal Wetlands Classification Standard. The table can be joined with the NWI wetlands data using the 'Attribute' field. This will provide users with a full wetland or deepwater habitat description for each polygon. The NWI dataset and associated tables are updated on a biannual basis, typically in October and May. To ensure you have the most up to date information, please refer to the published date in the metadata, and download new data and tables regularly.

NWI Code Definitions Download Package - Last updated: May 2021


Phosphorus (P)

Phosphorus also plays a role in an array of functions necessary for healthy plant growth, contributing to structural strength, crop quality, seed production, and more. Phosphorus also encourages the growth of roots, promotes blooming, and is essential in DNA.

The transformation of solar energy into usable compounds is also largely possible because of phosphorus.

Sources of Phosphorus

Like nitrogen, phosphorus in NPK fertilizer can come from both organic and inorganic sources:

Common Inorganic Sources of P in NPK Blends

The primary source of inorganic phosphorus is phosphate rock. Crushed phosphate rock can be applied to soils directly, but it is much more effective if processed to be more readily available for plant uptake.

Common Organic Sources of P in NPK Blends


Schlussfolgerungen

Unsere P. veris genome assembly exemplifies the power of high-throughput DNA sequencing technologies and establishes a benchmark for the rapid de novo assembly of a highly heterozygous, non-model plant with a moderately sized genome (that is, 479.22 Mb). We believe that the primary strength of our sequencing strategy lies in the diversity of sequence libraries and sequencing platforms we have employed. Our study suggests great promise in the application of PacBio long-read data for the improvement of de novo genome assemblies, and it is possible that, with the direct incorporation of the raw PacBio sequences in the assembly process, even more information could be extracted from long reads. Currently such integration is strongly limited by the a priori correction of raw PacBio reads, which significantly reduces the quantity of usable data resulting from a PacBio run (G. Russo, personal observation). In the case of large eukaryotic genomes, this translates into the need for a largely unfeasible sequencing throughput.

Using our de novo genome assembly coupled with RNAseq data from flower buds, we have identified 113 genes that show significant morph-specific differential expression in both P. veris und P. vulgaris. Functional analysis of the list of candidate genes has revealed clusters of GO terms related to extracellular processes, cell growth and organization, and development of reproductive structures. Furthermore, our genome assembly shows that the B-function MADS box gene GLOBOSA has been duplicated in Primula, and we find that one of these copies (PveGLO2) is silenced in L-morph flower buds, but we still do not know if PveGLO2 is linked to the S-locus, and thus a suitable candidate gene for morph-specific floral development. Future work toward characterizing this candidate gene could involve resequencing both L- and S-morph plants to evaluate the presence of this gene in both morphs and identify morph-specific SNPs that can be tested for S-locus linkage in a mapping population.

Employing a bulk segregant analysis followed by high-resolution mapping, we identify six loci on four genome scaffolds that are tightly linked to the S-locus in P. veris. When examining these S-linked genome scaffolds as well as genome scaffolds carrying genes previously identified as linked to the S-locus, we find elevated heterozygosity in S-morph versus L-morph coding sequences, consistent with theoretical predictions. Future work toward defining the recombinational limits and genetic composition of the S-locus would benefit greatly from the construction of a linkage map using genetic markers anchored within genome scaffolds. Beyond characterizing the Primula S-locus, our de novo genome sequence will prove to be a valuable resource for marker design and the analysis of population genomic and phylogenomic data. The genomic resources presented here thus represent a significant leap forward in the development of P. veris und P. vulgaris as models in the study of distyly, climatic adaptation, and speciation genetics.


Practice with the Codon Chart

Another great way to increase your knowledge of protein synthesis and better prepare for protein synthesis worksheets is to practice with the codon chart. You can find the solutions in parenthesis after the example:

  1. CUU-CGU-AAU-UGG-AAG (leu-arg-asn-trp-lys)
  2. ACU-ACA-AGU-UGC-UUU (thr-thr-ser-cys-phe)
  3. AAC-AAG-GUC-GUC-AGG (asn-lys-val-ile-arg)

Protein synthesis is a complex, highly tuned process that enables life to flourish. Understanding it, from the DNA to the RNA to the amino acids, gives us a better appreciation for life itself. Use our protein synthesis worksheet practice questions to help you learn the ins and outs of protein synthesis and remember the informaion.