Information

Mit welcher Geschwindigkeit treten Ionen aus einem Plasmamembransegment aus, das keine Ionenkanäle hat?

Mit welcher Geschwindigkeit treten Ionen aus einem Plasmamembransegment aus, das keine Ionenkanäle hat?


We are searching data for your request:

Forums and discussions:
Manuals and reference books:
Data from registers:
Wait the end of the search in all databases.
Upon completion, a link will appear to access the found materials.

Als ich über den Zweck von Myelin während der Aktionspotentialausbreitung las, stieß ich auf einen Punkt der Verwirrung.

Soweit ich weiß, besteht einer der primären "Vorteile" von Myelin darin, dass es die transversale Resistenz eines Axons erhöht ... was biologisch der Aussage entspricht, dass es das Ausmaß minimiert, in dem sich Ionen aus oder in das Zytoplasma bewegen des Axons.

Ich habe jedoch das Gefühl, dass mir immer beigebracht wurde, dass "die Plasmamembran für geladene Teilchen undurchlässig ist" und bin daher verwirrt, was? zusätzlicher Vorteil wird durch das Myelin auf das Axon übertragen.

Betrachten Sie die folgenden zwei Fälle:

Fall A) Das Aktionspotential beginnt am Anfangssegment des Axons. Das nachfolgende Segment ist myelinisiert. Das Aktionspotential wandert durch passive Diffusion den myelinisierten Abschnitt hinunter, bis es den 1. Ranvier-Knoten erreicht, wo das Aktionspotential anschließend regeneriert wird.

Fall B) Das Aktionspotential beginnt am Anfangssegment des Axons. Das nachfolgende Segment ist nicht myelinisiert, enthält aber keine Ionenkanäle (oder Pumpen). Das Aktionspotential bahnt sich durch passive Diffusion seinen Weg durch diesen nicht myelinisierten Abschnitt, der keine Ionenkanäle hat (gleicher Abstand wie im Fall A) bis es eine dichte Ansammlung von spannungsgesteuerten Natriumkanälen erreicht.

Wird im Fall B das Aktionspotential regeneriert? Oder hat das passive Diffusionsereignis unter zu viel "Leckage" gelitten? Wenn ja, stimmt das wirklich:

(die Plasmamembran + Myelin) transversaler Widerstand >> (die Plasmamembran) transversaler Widerstand allein


Ich werde den Titel Ihrer Frage meistens überspringen und mich auf die Verwirrung im Hauptteil konzentrieren, da die Frage im Titel ein bisschen ein XY-Problem ist. Es macht biologisch nicht viel Sinn, an eine Membran zu denken, die wirklich so widerstandsfähig ist (das heißt, ich kenne kein Beispielneuron oder auch nur eine andere Zelle, die diese Eigenschaft hat).


Gäbe es wirklich keine Kanäle, könnte man den Widerstand tatsächlich als sehr hoch bezeichnen, mindestens so hoch, wie man in Patch-Clamp messen kann. Außerdem kommt es nicht auf den Widerstand selbst an, sondern auf das Verhältnis von Quer- zu Axialwiderstand; relativ zum axialen widerstand ist der querwiderstand schon sehr hoch.

Soweit ich weiß, besteht einer der Hauptvorteile von Myelin darin, dass es den Querwiderstand eines Axons erhöht

Dein Verständnis ist nicht ganz richtig. Der isolierende Nutzen von Myelin (ohne Berücksichtigung anderer organisatorischer Vorteile) hängt nicht nur mit dem Querwiderstand zusammen, sondern vor allem mit a Abnahme der Kapazität der Membran (siehe Moore et al. 1978 oder Richardson et al. 2000 für einige Beispielsimulationen; auch jedes vernünftige Lehrbuch der Neurowissenschaften wird dies erklären). Dies können Sie selbst in einer Simulationsumgebung wie NEURON testen.

Myelin verringert die Kapazität, indem es den Abstand zwischen den "Platten" des Membrankondensators effektiv erhöht (siehe diese Antwort).

Um eine lange Membran mit Kanälen nur in kurzen Segmenten aufzuladen, müssten Sie genügend Ladungen in dieses kurze Segment aufnehmen, um die gesamte Länge des Axons aufzuladen, und das Potenzial würde mit der Entfernung abfallen.

Myelin beeinflusst auch die Widerstandsfähigkeit, aber das ist vor allem deshalb wichtig, weil die Membran nicht nur aus einer Phospholipid-Doppelschicht besteht und keine Leckage vorliegt. Beispielsweise gibt es Kanäle unter der Lipiddoppelschicht, die ein Ruhepotential aufbauen (Chiu & Ritchie, 1984).


Chiu, S. Y. & Ritchie, J. M. (1984). Zur physiologischen Rolle internodaler Kaliumkanäle und zur Leitungssicherheit myelinisierter Nervenfasern. Verfahren der Royal Society of London. Reihe B. Biologische Wissenschaften, 220(1221), 415-422.

Moore, J. W., Joyner, R. W., Brill, M. H., Waxman, S. D. & Najar-Joa, M. (1978). Simulationen der Leitung in einheitlichen myelinisierten Fasern. Relative Empfindlichkeit gegenüber Veränderungen der nodalen und internodalen Parameter. Biophysikalische Zeitschrift, 21(2), 147-160.

Richardson, A.G., McIntyre, C.C., & Grill, W.M. (2000). Modellierung der Wirkung elektrischer Felder auf Nervenfasern: Einfluss der Myelinscheide. Medizinische und biologische Technik und Informatik, 38(4), 438-446.


Die grundlegende kardiale Elektrophysiologie ist grundlegend für das Verständnis der normalen Herzfunktion in Bezug auf Frequenz und Rhythmus und die Einleitung der Herzmuskelkontraktion. Das primäre klinische Instrument zur Beurteilung von elektrischen Herzereignissen ist das Elektrokardiogramm (EKG), das globale und regionale Informationen über Frequenz, Rhythmus und elektrische Erregung sowie Änderungen der elektrischen Aktivität im Zusammenhang mit Herzerkrankungen, insbesondere ischämischen Herzerkrankungen, liefert. Diese Lehrbesprechung ist auf einem Niveau verfasst, das für Medizinstudenten im ersten und zweiten Jahr geeignet ist. Zu den diskutierten spezifischen Konzepten gehören Ionengleichgewichtspotentiale, elektrochemische Kräfte, die Ionenbewegungen durch Membranen antreiben, die Rolle von Ionenkanälen bei der Bestimmung von Membranruhepotentialen und Aktionspotentialen und die Weiterleitung von Aktionspotentialen im Herzen. Anschließend werden die elektrophysiologischen Grundlagen des EKGs beschrieben, gefolgt von einer Diskussion darüber, wie Ischämie die zelluläre Elektrophysiologie und EKG-Aufzeichnungen verändert, mit besonderem Schwerpunkt auf Veränderungen der T-Wellen und ST-Segmente des EKGs.

Der Inhalt dieses Lehrberichts ist auf einem Niveau verfasst, das für Medizinstudenten im ersten und zweiten Jahr geeignet ist, die grundlegende kardiale Elektrophysiologie bei normalen und ischämischen Herzen erlernen. Der erste Abschnitt untersucht die ionische Basis für Ruhemembranpotentiale und kardiale Aktionspotentiale mit einem Fokus auf Nicht-Schrittmacherzellen. Grundlegende Konzepte wie Ionengleichgewichtspotentiale, elektrochemische Kräfte, die Ionenbewegungen durch Membranen treiben, und die Rolle von Ionenkanälen bei der Bestimmung von Membranpotentialen werden diskutiert. Als nächstes wird die elektrophysiologische Grundlage für Elektrokardiogramm (EKG)-Aufzeichnungen entwickelt, wobei die Verwendung von 12-Kanal-EKG-Aufzeichnungen betont wird, um das Herz aus verschiedenen anatomischen Perspektiven zu betrachten. Im letzten Abschnitt wird diskutiert, wie die myokardiale Ischämie die zelluläre Elektrophysiologie, die Weiterleitung von Aktionspotentialen im Herzen verändert und wie diese Veränderungen das EKG bei ischämischen Ereignissen beeinflussen. Diese Übersicht hilft, wichtige Konzepte zu überbrücken, die in grundlegenden Lehrbüchern der Physiologie und der klinischen Kardiologie oft getrennt behandelt werden, mit dem Ziel, dem Leser das Verständnis der physiologischen Grundlagen für die Auswirkungen der Ischämie auf die elektrische Herzaktivität und das EKG zu verbessern.

Normale zelluläre Elektrophysiologie des Herzens.

Alle lebenden Zellen haben aufgrund der Verteilung von Ionen über die Zellmembran ein Ruhemembranpotential, das innerhalb der Zelle relativ zur Außenseite der Zelle negativ ist. Die wichtigsten Ionen, die zum Membranpotential beitragen, sind Na + , K + , Ca ++ und Cl – (Tabelle 1). In einer typischen Zelle ist die Konzentration von K + innerhalb der Zelle höher als außerhalb. Im Gegensatz dazu haben Na + , Ca ++ und Cl – außerhalb der Zelle höhere Konzentrationen als innerhalb der Zelle.

Tabelle 1. Primäre Ionen, die an der kardialen Elektrophysiologie beteiligt sind (11)

Die hohe K + -Konzentration innerhalb der Zelle relativ zur Außenseite (150 vs. 4 mM) erzeugt einen Konzentrations-(chemischen) Gradienten für die Auswärtsdiffusion von K + . Da die Membran für K + durchlässig ist, erzeugt die Ausdiffusion des positiv geladenen Kaliums ein negatives elektrisches Potential innerhalb der Zelle gegenüber der Außenseite. Die Geschwindigkeit der K + -Diffusion nach außen hängt teilweise von der K + -Konzentrationsdifferenz durch die Membran ab. Wenn die K + -Konzentration außerhalb der Zelle erhöht wird (z. B. von 4 auf 20 mM), dann wird der chemische Gradient, der die Auswärtsdiffusion von K + antreibt, verringert. Dies führt zu einer verringerten Bewegung (gemessen als elektrischer Strom) von K + aus der Zelle und einem weniger negativen Membranpotential (d. h. die Membran wird depolarisiert) im Vergleich zu einer normalen externen K + -Konzentration.

Die Auswirkungen von Änderungen des Ionenkonzentrationsgradienten auf das Membranpotential können durch die Nernst-Gleichung (2, 11, 19) beschrieben werden, die das Gleichgewichtspotential für ein Ion berechnet. Das Gleichgewichtspotential ist die Spannung, die erforderlich ist, um einen gegebenen chemischen Ionengradienten über die Membran aufrechtzuerhalten. In der Nernst-Gleichung (Abb. 1) gilt R = universelle Gaskonstante, T = Temperatur (K), z = nein. von Ionenladungen (z.B. z = 1 für K + und Na + z = 2 für Ca ++ ), und F = Faraday-Konstante. Bei normaler Körpertemperatur und z = 1, RT/zF wird −61, wenn der natürliche Logarithmus (ln) in log . geändert wird10. Wenn die innere Konzentration für Kalium [K + ]ich beträgt 150 mM und die Außenkonzentration [K + ]Ö 4 mM beträgt, dann ist das berechnete EK ist −96 mV (EK = −61 log [K + ]ich/[K + ]Ö). Dies bedeutet, dass bei einem Membranpotential von –96 mV keine Nettobewegung von K + durch die Membran stattfindet, da K + durch die Membran im elektrochemischen Gleichgewicht ist. Wenn [K + ]Ö auf 20 mM erhöht, dann wird das neue EK beträgt –53 mV. Mit anderen Worten, bei einem reduzierten chemischen Gradienten ist der EK ist auch reduziert (weniger negativ oder depolarisiert) im Vergleich zu 4 mM [K + ]Ö. Daher erhöht sich [K + ]Ö kann das E . dramatisch beeinflussenK und, wie später beschrieben, das Ruhemembranpotential. Die berechneten Gleichgewichtspotentiale für Na + , Ca ++ und Cl - sind in Tabelle 1 angegeben. Beachten Sie, dass Na + und Ca ++ sehr positive Gleichgewichtspotentiale haben, während Cl - ein Gleichgewichtspotential (−90 mV) hat, das sehr nahe dem Ruhemembranpotential (Ruhe Em).

Abb. 1.Berechnung des Kaliumgleichgewichtspotentials (EK) unter Verwendung der Nernst-Gleichung. R, universelle Gaskonstante T, Temperatur (K) z, Nein. von Ionenladungen F, Faraday-Konstante [K]Ö, außen (extrazellulär) K + Konzentration [K]ich, innen (intrazellulär) K + Konzentration. Bei normaler Körpertemperatur und z = 1, RT/zF wird −61, wenn der natürliche Logarithmus (ln) in log . geändert wird10.

Im Allgemeinen ist das Membranpotential nicht gleich dem Gleichgewichtspotential für K + . In Kardiomyozyten ohne Herzschrittmacher ist das ruhende Em beträgt etwa –90 mV, was weniger negativ ist als das Gleichgewichtspotential für K + (–96 mV). Daher befindet sich K + unter Ruhebedingungen nicht im elektrochemischen Gleichgewicht. Unter dieser Bedingung ist die auf K + wirkende elektrochemische Nettokraft (9, 11) die Ruhe Em – EK, oder –90 mV minus –96 mV, was +6 mV entspricht (Tabelle 1). Dies ist die Kraft, die K + im Ruhezustand E . aus der Zelle treibtm. Depolarisiert die Zelle auf 0 mV, dann wirkt die elektrochemische Nettokraft auf K + (Em – EK) ist 0 mV minus −96 mV, was +96 mV entspricht. Wenn die Zellmembran depolarisiert ist, wird daher die elektrochemische Nettokraft, die auf K + wirkt, um es aus der Zelle zu treiben, stark erhöht, verglichen mit dem, wenn sich die Zelle in ihrem Ruhezustand E . befindetm. Es ist jedoch zu beachten, dass auch im Ruhezustand Em, wenn die elektrochemische Nettokraft klein ist, reicht sie immer noch aus, um K + aus der Zelle zu treiben.

Dies bringt uns zu einem anderen Konzept, das für das Verständnis der Ionenbewegung durch Membranen wichtig ist, und zwar die Membranpermeabilität für das Ion. Beispielsweise wird bei einer gegebenen elektrochemischen Nettokraft die Geschwindigkeit der Auswärtsbewegung von K + verringert, wenn die Membranpermeabilität für K + verringert wird. K + bewegt sich wie jedes der anderen Primärionen durch die Zellmembran über spezifische Ionenkanäle, die sich als Reaktion auf Änderungen des Membranpotentials (spannungsbetriebene Kanäle) oder Liganden, die an mit dem Kanal assoziierte Rezeptoren binden (Rezeptor- betriebene Kanäle) (9, 11). Die Verringerung der Anzahl offener K + -Kanäle in der Membran verringert die Geschwindigkeit der Auswärtsbewegung von K + bei einer gegebenen elektrochemischen Nettokraft (d. h. verringert den elektrischen K + -Strom nach außen), was zu einer Depolarisation führt. In ruhenden Herzzellen ist die Permeabilität für K + sehr hoch im Vergleich zu einer depolarisierten Membran (11, 19). Die relativ geringe elektrochemische Nettokraft, die auf K + im Ruhezustand E . wirktm (ca. +6 mV) wird durch eine sehr hohe Membrandurchlässigkeit für K + (19) ausgeglichen, die eine große Auswärtsbewegung von K + (17) erzeugt und das Ruhe-E . beibehältm in der Nähe der EK. Aus diesem Grund ist K + das Ion, das am meisten für das ruhende E . verantwortlich istm.

Bisher hat sich die Diskussion hauptsächlich auf K + konzentriert. Aber wie K + hat jedes der anderen Primärionen (Na + , Ca ++ und Cl – ) ein zugehöriges Gleichgewichtspotential und eine elektrochemische Nettokraft, die vom Membranpotential abhängt (siehe Tabelle 1). Daher können Änderungen des Konzentrationsgradienten für diese Ionen und der Membranpermeabilität für diese Ionen die Bewegung dieser Ionen durch die Membran beeinflussen und dadurch zum Membranpotential beitragen. Obwohl auf Na + und Ca ++ im Ruhezustand E . große elektrochemische Kräfte wirken,m, ist die Ruhemembranpermeabilität für diese Ionen sehr gering, und daher ist ihre Bewegung in die Zelle viel geringer als die Auswärtsbewegung von K + (11, 19). Folglich tragen Na + und Ca ++ sehr wenig zum Ruhe-E beim verglichen mit K + .

Die Wechselwirkung zwischen elektrochemischen Kräften und Membranpermeabilität wird durch die Goldman-Hodgkin-Katz (GHK)-Gleichung (11, 19) beschrieben, wobei Em wird durch die Summe der Produkte des relativen Leitwertes und des Gleichgewichtspotentials für die Hauptionen bestimmt (Abb. 2). Ionenleitfähigkeit ist ein elektrischer Begriff, der die Membranpermeabilität für ein Ion widerspiegelt (z. B. eine Erhöhung der Membranpermeabilität für K + durch Öffnen von K + -Kanälen erhöht die K + -Leitfähigkeit). Das Verhältnis von gN / A über gT repräsentiert den Leitwert von Na + (gN / A) relativ zum Gesamtleitwert der Membran für alle Ionen (gT). In der zweiten Zeile der Gleichung (siehe Abb. 2) wird der relative Leitwert mit g′ bezeichnet. Der Wert des Gleichgewichtspotentials (E) für jedes der Ionen in der dritten Zeile der Gleichung wird aus Tabelle 1 entnommen. In ruhenden Zellen ist g′K ist sehr hoch, während g′N / A, g'Ca, und G'Cl sind relativ gering. Daher ist das berechnete und beobachtete Ruhe-Em (−90 mV) liegt nahe EK (-96mV). Wenn g′ für jedes Ion unverändert bleibt, dann wird [K + ] erhöhtÖ wird das ruhende E . depolarisierenm weil das berechnete EK wird weniger negativ. Wie später beschrieben, sind Änderungen von g′ für diese Ionen größtenteils für die Änderungen von E . verantwortlichm mit Aktionspotentialen verbunden.

Abb. 2.Goldman-Hodgkin-Katz-Gleichung. Em, Membranpotential g, Ionenleitfähigkeit g′, relative Ionenleitfähigkeit Ex, Gleichgewichtspotential für Spezifizierung x.

Ruhe Em wird aufgrund der hohen Permeabilität der ruhenden Membran für K + hauptsächlich durch nach außen gerichtete K + -Ströme bestimmt.

Bei unveränderter Ionenleitfähigkeit führt eine Erhöhung der extrazellulären Konzentration von K + zur Membrandepolarisation.

In einer ruhenden Herzzelle wandert K + nach außen und Na + und Ca ++ in die Zelle, wenn auch mit unterschiedlichen Geschwindigkeiten. Dennoch würde dieser Austritt von Ionen im Laufe der Zeit einen Verlust der chemischen Konzentrationsgradienten für diese Ionen verursachen und das Membranpotential aufheben. Daher sind Mechanismen erforderlich, um die Ionenkonzentrationsgradienten über die Membran hinweg aufrechtzuerhalten. Dies wird durch Ionentransport und -austausch erreicht. Abbildung 3 beschreibt drei wichtige Mechanismen, die mit der Herzzellmembran (Sarkolemma) verbunden sind und die Aufrechterhaltung von Ionenkonzentrationsgradienten sicherstellen. Erstens transportiert eine Na + /K + -ATPase aktiv drei Na + -Ionen aus der Zelle im Austausch gegen zwei K + -Ionen, die in die Zelle transportiert werden (8, 11). Dadurch wird sichergestellt, dass das in die Zelle eindringende Na + entfernt und das aus der Zelle verlorene K + in die Zelle zurücktransportiert werden kann. Da mehr Na + aus der Zelle gepumpt wird als K + wieder in die Zelle eindringt (3:2-Verhältnis), erzeugt diese ATP-abhängige Pumpe eine kleine negative Nettospannung innerhalb der Zelle, daher wird diese Pumpe als elektrogen bezeichnet. Ein zweites Transportsystem entfernt Ca ++, das in die Zelle eindringt, im Austausch gegen Na +, das in die Zelle eindringt (4, 6, 11). Dies ist eine energieunabhängige Austauschpumpe. Der Eintritt von Na + in die Zelle über diese Stelle wird gegen Ca ++ ausgetauscht, das aus der Zelle heraus transloziert wird. Das Verhältnis von Na + zu Ca ++ -Austausch beträgt 3:1, daher erzeugt diese Pumpe kleine elektrische Nettoströme. Obwohl dieser Austauscher in Abhängigkeit vom Verhältnis von Na + zu Ca ++ und dem Membranpotential in beide Richtungen arbeiten kann, führt er in ruhenden Zellen im Allgemeinen dazu, dass positive Nettoladungen (Na + ) in die Zelle eintreten (4). Schließlich kann Ca++, das in die Zelle gelangt, auch durch eine Ca++-ATPase-Pumpe entfernt werden (11, 15). Diese energieabhängige Pumpe extrudiert Ca ++ aktiv aus der Zelle und ist daher auch elektrogen, wodurch eine kleine negative Nettospannung innerhalb der Zelle erzeugt wird.

Abb. 3.Ionenpumpen zur Aufrechterhaltung von Na + , K + und Ca ++ Gradienten über die Zellmembran. Die Na + /K + -ATPase verschiebt 3 Na + im Austausch gegen 2 K + -Ionen (3:2-Verhältnis von Na + zu K + ). Der Na + /Ca 2+ -Austauscher dient im Allgemeinen dazu, 1 Ca ++ aus der Zelle im Austausch gegen 3 Na + zu entfernen, das in die Zelle eindringt. Die Ca ++ -ATPase transportiert 1 Ca ++ ohne Austausch mit anderen Ionen aus der Zelle. Verwendet mit Genehmigung von Klabunde RE (http://www.cvphysiology.com, 2016).

Aktionspotentiale und ihre Weiterleitung im Herzen.

Die elektrischen Eigenschaften von Herzzellen können in zwei grundlegende Zelltypen eingeteilt werden: Schrittmacher- und Nicht-Schrittmacherzellen. Schrittmacherzellen befinden sich hauptsächlich in den Sinusknoten (SA) und Atrioventrikulären (AV) Knoten des Herzens. Der SA-Knoten, der sich in der oberen hinteren Wand des rechten Vorhofs nahe dem Eingang der oberen Hohlvene befindet, fungiert normalerweise als primäre Schrittmacherstelle, um die Herzfrequenz und den Herzrhythmus zu steuern. AV-Knoten-Schrittmacherzellen, die sich im unteren/posterioren Bereich des interatrialen Septums befinden, werden normalerweise durch die schnellere Frequenz des SA-Knotens unterdrückt.

Schrittmacherzellen unterliegen einer spontanen Depolarisation (Schrittmacherpotentiale) und haben daher kein echtes Ruhemembranpotential (11). Wenn die spontane Depolarisation eine Schwellenspannung (etwa –40 mV) erreicht, löst sie eine schnellere und vollständigere Depolarisation aus, gefolgt von einer Repolarisation (d. h. ein Aktionspotential wird erzeugt).Die charakteristischen Spannungsänderungen von Schrittmacher-Aktionspotentialen unterscheiden sich aufgrund einzigartiger Eigenschaften von Ionenkanälen in Schrittmacherzellen in mehrfacher Hinsicht von Nicht-Schrittmacher-Aktionspotentialen.

Nicht-Schrittmacher-Herzzellen, die im Mittelpunkt dieses Lehrüberblicks stehen, umfassen die atrialen und ventrikulären Kardiomyozyten und das Purkinje-Überleitungssystem innerhalb der Ventrikel (11). Sie haben echte Ruhepotentiale (typischerweise zwischen –90 und –80 mV), unterliegen einer sehr schnellen Depolarisation bei Aktionspotential-Initiierung und haben eine verlängerte Depolarisationsphase (Plateauphase) (Abb. 4). Die Dauer dieser Aktionspotentiale kann von 200 bis 400 ms reichen, was mehr als 10 Mal länger ist als die Aktionspotentiale in Nerven- und Skelettmuskelzellen.

Abb. 4.Erzeugung des kardialen Aktionspotentials ohne Herzschrittmacher durch Ionenströme (ich). Nr. 0–4 repräsentieren Aktionspotentialphasen. Graue horizontale Balken stellen den Zeitraum des Stromflusses durch spezifische Na + -, Ca ++ - und K + -Kanäle dar. Einwärts gerichtete Na + - und Ca ++ -Ströme bewirken eine Depolarisation, wohingegen nach außen gerichtete K + -Ströme eine Repolarisation bewirken. Verwendung mit Genehmigung von Klabunde RE (http://www.cvphysiology.com 2016).

Das ruhende Em, wie bereits diskutiert, hauptsächlich durch nach außen gerichtete K + -Ströme (IK1), da die Membranpermeabilität für Na + und Ca ++ in der ruhenden Zelle sehr gering ist, während die K + -Permeabilität hoch ist. In ruhenden Zellen beinhaltet diese Auswärtsbewegung von K + , die manchmal als "K + -Leckströme" bezeichnet wird, K1 Kanäle, die bei ruhenden Membranpotentialen geöffnet sind (9, 17). Dieser nach außen gerichtete Strom treibt das Membranpotential auf einen Wert nahe dem Gleichgewichtspotential für K + . Das Ruhepotential wird als Phase 4 des Aktionspotentials bezeichnet (siehe Abb. 4). Wenn eine Zelle durch ein von einer benachbarten Zelle erzeugtes Aktionspotential schnell auf eine Schwellenspannung (etwa -70 mV) depolarisiert wird, reagiert die Membran, indem sie schnelle Na + -Kanäle und langsame L-Typ Ca ++ -Kanäle öffnet und K + -Kanäle schließt ( 9, 14). Gemäß der GHK-Gleichung (siehe Abb. 2) depolarisieren diese durch das Öffnen und Schließen der Kanäle bewirkten Leitfähigkeitsänderungen das Membranpotential in Richtung der positiven Gleichgewichtspotentiale für Na + und Ca ++ und weg vom K + -Gleichgewichtspotential. Diese schnelle Depolarisation wird als Phase 0 des Aktionspotentials bezeichnet. Die Zelle erfährt dann eine kleine Repolarisation (Phase 1), weil sich schnelle Na + -Kanäle schließen und ein spezifischer K + -Kanal (Kzu) öffnet (9, 14, 17). Die fortgesetzte Einwärtsbewegung von Ca ++ durch Ca ++ -Kanäle vom L-Typ behält jedoch einen depolarisierten Zustand (Phase-2-Plateau) nach Phase 1 bei. Wenn sich diese Ca ++ -Kanäle zu schließen beginnen, öffnet sich ein anderer Typ von K + -KanalR) (9, 14, 17). Die Verringerung der einwärts gerichteten Ca ++ -Ströme und die Zunahme der nach außen gerichteten K + -Ströme bewirkt eine Repolarisation (Phase 3) und eine Rückkehr zum Ruhepotential der Phase 4, das durch das offene K . aufrechterhalten wird1 Kanäle. Es ist wichtig zu beachten, dass sich Ionen während eines Aktionspotentials in die Zelle hinein und aus dieser heraus bewegen, aber nur eine kleine Anzahl von Ionen relativ zu den internen und externen Ionenpools sind an jedem Aktionspotential beteiligt. Daher ändern sich Ionenkonzentrationsgradienten über die Membran während Aktionspotentialen nicht merklich. Außerdem sorgen Pumpen und Austauscher (siehe Abb. 3) dafür, dass die Ionenkonzentrationsgradienten eingehalten werden.

Aktionspotentiale werden durch Änderungen der Ionenleitfähigkeit durch Öffnen und Schließen von Ionenkanälen erzeugt.

Die schnelle Einwärtsbewegung von Na + ist größtenteils für die schnelle anfängliche Depolarisation verantwortlich.

Eine verzögerte Einwärtsbewegung von Ca ++ in die Zelle verlängert die Depolarisationsphase des Aktionspotentials.

Die Auswärtsbewegung von K + ist verantwortlich für die Repolarisation der Membran zurück zum ruhenden Em.

Wie bereits beschrieben, ist der SA-Knoten die normale Schrittmacherstelle des Herzens. Wenn SA-Knoten-Aktionspotentiale erzeugt werden, breiten sie sich schnell durch die muskulären Wände der Vorhofkammern durch Zelle-zu-Zell-Leitung über ionenleitende Gap Junctions aus, die sich dort befinden, wo zwei Zellen miteinander verbunden sind (9, 16). Der AV-Knoten ist normalerweise die einzige Region zwischen Vorhöfen und Ventrikeln, durch die Aktionspotentiale von den Vorhöfen in die Ventrikel gelangen können (Abb. 5). Es sollte jedoch beachtet werden, dass, da die AV-Knotenzellen Zellen vom Schrittmachertyp sind, sie eine langsame Depolarisationsrate (verringerte Steigung der Phase 0) aufweisen, was die Leitungsgeschwindigkeit von Zelle zu Zelle verringert (11). Daher kommt es zu einer Verzögerung bei der Weiterleitung von Aktionspotentialen durch den AV-Knoten, was eine vollständigere Füllung der Ventrikel nach einer Vorhofkontraktion ermöglicht. Direkt unter den AV-Knotenzellen befindet sich das kurze His-Bündel, das sich in die linken und rechten Bündeläste des Purkinje-Systems aufteilt, die links und rechts des interventrikulären Septums nach unten wandern. Die Bündeläste geben kleinere Purkinje-Fasern ab, die die schnelle Weiterleitung von Aktionspotentialen durch die Muskelwände der Ventrikel erleichtern. Die Leitung ist in den spezialisierten, nicht kontrahierenden Kardiomyozyten des Purkinje-Systems sehr schnell, da sie eine große Anzahl von schnellen Na + -Kanälen, insbesondere an den Gap Junctions (16), aufweisen und daher eine sehr schnelle Depolarisation der Phase 0 durchlaufen. Purkinje-Fasern innerhalb der Ventrikel enden an Kardiomyozyten, die als Reaktion auf Depolarisation eine Kontraktion erfahren.

Abb. 5.Schrittmacherstelle und Leitungsbahnen im Herzen. SAN, Sinusknoten AVN, atrioventrikulärer Knoten LBB, linker Schenkel RBB, rechter Schenkel. Die normale Aktivierungssequenz ist SAN → AVN → LBB und RBB → Purkinje-Fasern → Myokard.

Normales Herz-Elektrokardiogramm.

Die elektrische Aktivierung des Herzens erfolgt, wenn Aktionspotentiale vom SA-Knoten durch die Vorhöfe geleitet, dann über den AV-Knoten in die Ventrikel geleitet und schließlich durch das Purkinje-System in den Ventrikeln verteilt werden. Depolarisation und Repolarisation des Myokards können beobachtet und quantifiziert werden, indem Elektroden auf der Körperoberfläche angebracht werden, um die elektrische Aktivität im Herzen zu messen. Eine Aufzeichnung dieser Aktivität wird als Elektrokardiogramm (EKG) bezeichnet. Das EKG zeichnet Spannungsänderungen auf, nicht die absolute Spannung. Wenn das Herz vollständig repolarisiert oder depolarisiert ist, zeichnet das EKG daher Nullspannung (isoelektrische Grundlinie) auf.

Für die EKG-Aufzeichnung durch Anbringen von Elektroden an bestimmten Stellen der Körperoberfläche wurden Standards etabliert (7, 11). Diese Elektroden sind elektrisch so konfiguriert, dass die elektrische Aktivität des Herzens aus verschiedenen Winkeln betrachtet werden kann, was zu einem sogenannten 12-Kanal-EKG führt. In der Praxis werden diese 12 Leitungen gleichzeitig aufgezeichnet, so dass das gleiche elektrische Ereignis in der Zeit aus 12 verschiedenen Winkeln betrachtet werden kann. Sechs dieser Ableitungen enthalten Elektroden, die am linken und rechten Arm sowie am linken und rechten Bein angebracht sind. Diese Ableitungen zeigen das Herz in den folgenden Winkeln: 0° (Ableitung I, linker und rechter Arm), +60° (Ableitung II, rechter Arm und linkes Bein), +120° (Ableitung III, linker Arm und linkes Bein), −30° (Ableitung aVL, linker Arm positiv), −150° (Ableitung aVR, rechter Arm positiv) und +90° (Ableitung aVF, linkes Bein positiv) (Abb. 6). Gemäß Konvention ist 0° die horizontale Linie zwischen dem linken und rechten Arm, die durch das Herz verläuft. Die Pfeilspitzen in Fig. 6 repräsentieren die positive Elektrode für eine bestimmte Ableitungsachse. Die erweiterten Ableitungen (aVL, ein VR, und aVF) haben keine einzelne negative Elektrode wie die Ableitungen I, II und III. Stattdessen werden nicht-positive Leitungen elektrisch gekoppelt, um als eine zusammengesetzte negative Elektrode zu dienen, was den Betrachtungswinkel der positiven Elektrode ändert, die an der Extremität platziert ist. Daher erscheint die gleiche elektrische Aktivität im Herzen in jeder der sechs Extremitätenableitungen unterschiedlich, obwohl der Zeitpunkt der Ereignisse, die die Sequenz der Aktivierung und Repolarisation darstellen, ähnlich ist (siehe Abb. 6).

Abb. 6.Extremitätenableitungen, ihr Betrachtungswinkel, dargestellt durch das axiale Referenzsystem, und das Erscheinungsbild einer normalen EKG-Aufzeichnung für jede der Ableitungen unter Annahme einer mittleren elektrischen Achse von 60°. Pfeilspitzen repräsentieren die positiven Aufzeichnungselektroden für die 3 bipolaren Extremitätenelektroden (I, II, III) und die 3 augmentierten Extremitätenelektroden (aVL, ein VF, und aVR). EKG-Kurven, aber nicht das Timing, erscheinen bei gleichzeitiger Aufzeichnung bei verschiedenen Ableitungsansichten des Herzens unterschiedlich. Verwendet mit Genehmigung von Klabunde RE (http://www.cvphysiology.com, 2016).

Die verbleibenden sechs Ableitungen des EKGs zeigen das Herz von der Frontalebene, die senkrecht zu den Extremitätenableitungen steht (Abb. 7). Diese Ableitungen werden als präkordiale (oder Brust-) Ableitungen bezeichnet und als V . abgekürzt1 – V6. Das V1 Die Aufzeichnungselektrode wird auf der Brust rechts vom Brustbein über dem vierten Interkostalraum platziert, und die verbleibenden Elektroden werden links von V . um die Brust gelegt1, mit V6 lateral an der Midaxillarlinie über dem fünften Interkostalraum platziert. Wie bei den Extremitätenableitungen erscheinen die EKG-Kurven in jeder präkordialen Ableitung unterschiedlich, da die elektrischen Ereignisse des Herzens aus einem anderen Winkel betrachtet werden.

Abb. 7.Die Platzierung der präkordialen Brustableitung und das Erscheinen einer normalen EKG-Aufzeichnung für jede der 6 Brustableitungen (V1–V6). EKG-Kurven, aber nicht das Timing, erscheinen bei gleichzeitiger Aufzeichnung bei verschiedenen präkordialen Ansichten des Herzens unterschiedlich. RV, rechter Ventrikel LV, linker Ventrikel. Verwendet mit Genehmigung von Klabunde RE (http://www.cvphysiology.com, 2016).

Für die Extremitäten- und Brustableitungen gibt es Auslegungsregeln (11), die sich wie folgt zusammenfassen lassen:

Eine Depolarisationswelle, die sich in Richtung einer positiven Aufzeichnungselektrode ausbreitet, zeigt eine positive Spannung auf der EKG-Kurve.

Eine Repolarisationswelle, die sich von einer positiven Aufzeichnungselektrode wegbewegt, zeigt eine positive EKG-Spannung an.

Die Spannung ist negativ, wenn sich die Depolarisationswelle von der positiven Aufzeichnungselektrode wegbewegt oder sich eine Repolarisationswelle zur Elektrode hin bewegt.

Depolarisations- oder Repolarisationswellen, die sich senkrecht zur Leitungsachse einer positiven Aufzeichnungselektrode ausbreiten, zeigen keine Nettospannung.

Die Größe der aufgezeichneten Spannung hängt mit der Masse des Muskels zusammen, der eine Depolarisation oder Repolarisation durchmacht.

Es gibt spezifische Komponenten der EKG-Aufzeichnung, die allen Ableitungen gemeinsam sind (Abb. 8). Obwohl diese Komponentenwellenformen in verschiedenen Ableitungen unterschiedlich aussehen können, sind ihre Zeitattribute ähnlich. Die erste kleine Abweichung von der Null-Grundlinienspannung ist die P-Welle, die die Vorhofdepolarisation darstellt. Diese Welle hat bei den meisten Ableitungen eine positive Auslenkung, aber eine kleinere Amplitude als andere Wellen, da die Vorhofmuskelmasse im Vergleich zu den Ventrikeln klein ist. Die nächste Welle, die im Allgemeinen die größte Spannungsamplitude aufweist, ist der QRS-Komplex, der die ventrikuläre Depolarisation darstellt. Schließlich ist die letzte Welle die T-Welle, die durch ventrikuläre Repolarisation erzeugt wird. Eine atriale Repolarisation wird nicht beobachtet, da sie durch die viel größeren Spannungsänderungen im QRS maskiert wird. Beachten Sie, dass es nach der P-Welle vor dem Auftreten des QRS eine erhebliche Zeitverzögerung gibt. Dies stellt weitgehend die Leitungsverzögerung dar, die innerhalb des AV-Knotens auftritt. Der Zeitraum, der die Vorhofdepolarisation und die AV-Knotenverzögerung umfasst, wird als P-R-Intervall bezeichnet. Es gibt auch ein spannungsfreies (isoelektrisches) Segment zwischen der QRS- und der T-Welle, das die Zeitspanne darstellt, während der sich der gesamte Ventrikel in einem depolarisierten Zustand befindet. Die Kurve ist auch zwischen der T-Welle und dem Auftreten der nächsten P-Welle isoelektrisch, da das gesamte Herz während dieser Zeit repolarisiert wird.

Abb. 8.EKG-Komponentenwellen, Intervalle und Segmente. P, P-Welle repräsentiert atriale Depolarisation QRS, QRS-Komplex repräsentiert ventrikuläre Depolarisation T, T-Welle repräsentiert ventrikuläre Repolarisation. Das ST-Segment stellt den Zeitraum dar, in dem die Ventrikel vollständig depolarisiert sind. Das PR-Intervall ist die Zeit, die für die Vorhofdepolarisation und die Übertragungsverzögerung innerhalb des AV-Knotens erforderlich ist. Das QT-Intervall stellt die Gesamtzeit dar, die für die Einleitung und den Abschluss der ventrikulären Depolarisation und Repolarisation erforderlich ist. Verwendet mit Genehmigung von Klabunde RE (http://www.cvphysiology.com, 2016).

Elektrische Vektoren und EKG-Erzeugung.

Die ventrikuläre Depolarisation beginnt mit der Ausbreitung von Aktionspotentialen entlang der linken und rechten Schenkel auf beiden Seiten des Ventrikelseptums. Die linke Seite des Septums depolarisiert zuerst, und daher breitet sich die Septumdepolarisation von der linken zur rechten Seite des Septums aus (Abb. 9 .).EIN). Wenn diese Aktivität von Ableitung II aufgezeichnet wird, kann die Septumdepolarisation eine kleine negative Ablenkung (Q-Welle) oder keine erkennbare Ablenkung aufweisen, da sich die Depolarisation fast senkrecht zur Ableitungsachse bewegt (dargestellt als momentaner mittlerer elektrischer Vektor Abb. 9, schwarzer Pfeil). Eine seitlichere Ableitung wie aVL würde eine deutlichere Q-Welle zeigen, weil sich der Depolarisationsvektor von der positiven Elektrode von aV . wegbewegtL. Nach der Septumdepolarisation breitet sich die Depolarisation in die Herzspitze aus (Abb. 9 .).B). Zu diesem Zeitpunkt geht der momentane mittlere elektrische Vektor fast direkt auf die positive Aufzeichnungselektrode zu, was zu einer großen positiven Spannung führt (R Welle) wird von Ableitung II aufgezeichnet. Wenn dies von aV . aufgezeichnet wurdeR, wäre die QRS-Ablenkung zu diesem Zeitpunkt negativ. Kurz danach, wenn die Depolarisation den Apex verschlingt, wandern Depolarisationswellen nach oben in die Wände des rechten und linken Ventrikels (Abb. 9 .).C). In Leitung II würde dies als kleine positive Spannung aufgezeichnet. Einige Millisekunden später ist der größte Teil des linken Ventrikels und der gesamte rechte Ventrikel depolarisiert (Abb. 9 .).D). Zu diesem Zeitpunkt kann die Elektrode eine kleine negative Spannung (S-Welle) aufzeichnen, da sich die Depolarisationswelle von der positiven Elektrode der Leitung II wegbewegt. Diese Folge der ventrikulären Depolarisation führt zum QRS-Komplex, wie er von Ableitung II aufgezeichnet wird. Jede der anderen 11 Ableitungen zeichnet dieselbe Sequenz auf, jedoch erscheint das QRS anders, da jede dieser Ableitungen das Herz aus einem anderen Winkel betrachtet (siehe Fig. 6 und 7). Die gesamte ventrikuläre Depolarisationssequenz, die durch das QRS repräsentiert wird, erfolgt normalerweise in 0,06–0,10 s.

Abb. 9.Bildung des ventrikulären QRS-Komplexes während der ventrikulären Depolarisation. Die Aufzeichnungselektrode ist als Ableitung II ausgeführt. Die kleinen Pfeile stellen einzelne momentane Vektoren dar. größere Pfeile stellen die momentanen mittleren elektrischen Vektoren dar, die die EKG-Spannung bestimmen, die zu einem bestimmten Zeitpunkt während der Depolarisation aufgezeichnet wurde. EIN: Septumdepolarisation. B: apikale Depolarisation. C: gleichzeitige links- und rechtsventrikuläre Depolarisation. D: Abschluss der linksventrikulären Depolarisation. Die Leitachse für das QRS-Tracing beträgt 60° (Ableitung II). Angepasst und verwendet mit Genehmigung von Klabunde RE (http://www.cvphysiology.com, 2016).

Die Abfolge der ventrikulären Repolarisation unterscheidet sich deutlich von der Depolarisation, weshalb die T-Welle ein anderes Aussehen hat als das QRS. Basierend auf den Regeln für die EKG-Interpretation könnte man denken, dass die T-Welle negativ sein sollte, da die ersten depolarisierten Zellen zuerst repolarisieren sollten, was dazu führen würde, dass eine Repolarisationswelle in Richtung derselben Elektrode wandert, die das QRS aufzeichnete. Die T-Welle ist jedoch in den meisten Ableitungen normalerweise aufrecht und hat eine längere Dauer als das QRS. Warum ist dies der Fall? Der Grund dafür ist, dass die letzten Zellen, die depolarisieren, die ersten Zellen sind, die sich repolarisieren (Abb. 10). Die letzten zu depolarisierenden Zellen befinden sich in der subepikardialen Region (unter der Außenfläche) der oberen linken ventrikulären freien Wand. Die subepikardialen Zellen repolarisieren zuerst, weil sie eine kürzere Aktionspotentialdauer haben als die subendokardialen Zellen (3, 14) (innerer Ventrikelbereich), und deshalb werden sie vor den subendokardialen Zellen repolarisiert, obwohl diese Zellen vor den subepikardialen Zellen depolarisieren (siehe Abb. 10 .). ). Obwohl eine darüberliegende Aufzeichnungselektrode ein positives QRS aufzeichnen würde, läuft die Repolarisationswelle daher normalerweise von der Aufzeichnungselektrode weg, und nach den Interpretationsregeln verursacht dies eine positive Ablenkung. Die T-Welle hat eine längere Dauer als die QRS, da die Repolarisation der Ventrikel länger dauert als die Depolarisation. Der Grund dafür ist, dass die Depolarisation das Hochgeschwindigkeits-Purkinje-System beinhaltet, um Aktionspotentiale schnell durch die Ventrikel zu leiten, während die Ausbreitung der Repolarisation diese Wege nicht einbezieht und daher hauptsächlich auf eine langsamere Übertragung von Zelle zu Zelle nach außen beschränkt ist des Purkinje-Systems.

Abb. 10.EKG-Aufzeichnung der ventrikulären Repolarisation (T-Welle). Die Depolarisation der Ventrikelwand breitet sich von den subendokardialen (Innenwand) Zellen zu den subepikardialen Zellen (Außenwand) aus, wie durch den durchgezogenen Pfeil dargestellt. Bei den meisten Ableitungen ist die T-Welle aufrecht (positive Spannung), da die subepikardialen (Epi) Zellen in der Nähe der Ventrikeloberfläche, die als letzte depolarisieren, zuerst repolarisieren. Dies geschieht, weil die Dauer der subepikardialen Aktionspotentiale kürzer ist als die der subendokardialen (Endo) Zellen (vergleiche durchgezogene und gestrichelte Aktionspotentiale). Daher wandert die Repolarisationswelle von der darüber liegenden Aufzeichnungselektrode weg (gestrichelte Pfeile stellen Repolarisationsvektoren dar), was der Depolarisationswelle (durchgezogener Pfeil) entgegengesetzt ist. Verwendet mit Genehmigung von Klabunde RE (http://www.cvphysiology.com, 2016).

Spezifische klinische Kriterien zur Bestimmung von Frequenz, Rhythmus, elektrischer Achse, Veränderungen in bestimmten Zeitintervallen etc. sind in Lehrbüchern der klinischen Kardiologie zu finden (7).

Das EKG zeichnet elektrische Veränderungen im Zusammenhang mit Depolarisation (atriale P-Welle, ventrikuläres QRS) und Repolarisation der Ventrikel (T-Welle) sowie den Zeitpunkt dieser Ereignisse auf.

Durch die Verwendung einer 12-Kanal-Konfiguration kann die elektrische Aktivität des Herzens aus verschiedenen Blickwinkeln betrachtet werden.

Das Erscheinungsbild des QRS-Komplexes unterscheidet sich zwischen den Ableitungen in Bezug auf positive und negative Auslenkungen, jedoch nicht auf das Timing, da jede Ableitung die elektrische Aktivität des Herzens aus einer anderen Perspektive betrachtet, was wichtige klinische Informationen über die regionale elektrische Aktivität liefern kann.

Die T-Welle ist in den meisten Ableitungen normalerweise positiv, da die letzten Zellen, die depolarisieren, die ersten sind, die sich repolarisieren.

Zelluläre elektrophysiologische Grundlagen für EKG-Veränderungen während einer Ischämie.

Ischämie wird als unzureichender Blutfluss definiert, der die Sauerstoffzufuhr zu einem Gewebe reduziert.Dies führt zu einem Abfall des Sauerstoffpartialdrucks im Gewebe (Hypoxie), was wiederum dazu führt, dass der intrazelluläre ATP-Spiegel sinkt, da Sauerstoff von den Mitochondrien benötigt wird, um ATP herzustellen (5). Ein Abfall des zellulären ATP kann einen speziellen Typ von K + -Kanal (KATP), das durch normale zelluläre ATP-Spiegel inaktiviert wird (9, 18). Wenn ATP fällt, KATP Kanäle öffnen sich und ermöglichen K +, die Zelle zu verlassen. Obwohl eine Zunahme der K + -Bewegung nach außen die Zelle hyperpolarisieren würde, endet die Zelle in einem stärker depolarisierten Zustand, da die extrazelluläre K + -Konzentration mit abnehmendem intrazellulärem K + zunimmt. Nach den Nernst- und GHK-Gleichungen verringert sich EK, was zu einem weniger negativen (depolarisierten) Ruhemembranpotential führt (Abb. 11). Darüber hinaus kann der Verlust von ATP die Aktivität der Na + /K + -ATPase-Pumpe reduzieren, was zu einer extrazellulären Akkumulation von K + und einem Verlust des elektrogenen Beitrags der Pumpe zum Membranpotential führt (12). Daher kann auch eine Pumphemmung zur Depolarisation beitragen.

Abb. 11.Auswirkungen der Ischämie auf ventrikuläre Aktionspotentiale. Das ischämische Aktionspotential (gestrichelte Linie) hat ein weniger negatives (depolarisiertes) Ruhepotential, einen langsameren Aufwärtshub der Phase 0 und eine kürzere Dauer.

Die Ischämie-induzierte Depolarisation inaktiviert (schließt) auch schnelle Na + -Kanäle, die für die schnelle Depolarisation der Phase 0 verantwortlich sind (5, 18). Dies unterscheidet sich von der schnellen Depolarisation bis zur Schwelle, die die spannungsbetriebenen schnellen Na + -Kanäle öffnet. Eine langsame Depolarisation, die als Reaktion auf eine Ischämie auftritt, inaktiviert diese Kanäle, was die Anzahl der schnellen Na + -Kanäle reduziert, die für eine schnelle Aktionspotentialerzeugung verfügbar sind. Da jeder Na + -Kanal eine leicht unterschiedliche Reaktion auf eine abgestufte Depolarisation hat, nimmt die Anzahl der inaktivierten Kanäle mit einer stärkeren ischämischen Depolarisation zu. Da weniger Na + -Kanäle zur anfänglichen Depolarisation beitragen, wird die Steigung der Phase 0 (Aufwärtshubgeschwindigkeit) verringert (5) (siehe Abb. 11). Ein Ruhepotential der Membran von etwa –55 mV bewirkt, dass alle schnellen Na + -Kanäle inaktiviert werden. Unter dieser Bedingung kann immer noch ein Aktionspotential auftreten, jedoch wird langsames Ca ++ nach innen über Ca ++ -Kanäle vom L-Typ für die Phase 0 verantwortlich sein, und die Depolarisationsrate wird viel langsamer sein. Schließlich verkürzt die ischämische Depolarisation auch die Dauer des Aktionspotentials, was mit der Öffnung von K . zusammenhängen kannATP Kanäle (1, 5, 18), was zu einer früheren Phase-3-Repolarisation führt.

Im Vorhofmuskel können das Purkinje-System und die ischämische Depolarisation des ventrikulären Muskels die Leitungsgeschwindigkeit reduzieren oder Leitungsblockaden erzeugen, da die Aktionspotentialausbreitung in diesen Geweben hauptsächlich von der Öffnung schneller Na + -Kanäle abhängt, die durch Ischämie inaktiviert werden (5, 18). Die ischämische Depolarisation des AV-Knotens kann die Überleitung unterdrücken und AV-Blockaden verursachen, hauptsächlich durch Inaktivierung von L-Typ Ca ++ -Kanälen (5), die für die Depolarisation der Phase 0 im Knotengewebe verantwortlich sind.

Schlüsselkonzepte: kardiale Ischämie verursacht

erhöhtes extrazelluläres K + und ein weniger negatives EK

schnelle Inaktivierung des Na + -Kanals in Nicht-Schrittmacherzellen

depressive Phase 0 Steigung von Aktionspotentialen

reduzierte Aktionspotential-Leitungsgeschwindigkeit.

Ischämie kann das EKG auf verschiedene Weise verändern. Abhängig von der Lage der ischämischen Region im Herzen können Frequenz- und Rhythmusänderungen sowie Erregungsleitungsblockaden auftreten. Beispielsweise können Leitungsblockaden im linken oder rechten Schenkel auftreten (7), was den Ablauf der ventrikulären Aktivierung verändert und die ventrikulären Aktivierungszeiten verlängert und die QRS-Dauer verlängert. Eine veränderte Überleitung kann auch zur Entwicklung von Reentry-Kreisen und Tachykardie führen, was die Breite des QRS-Komplexes erhöht und das Erscheinungsbild der T-Welle verändert (7).

Eine ventrikuläre Ischämie kann die Repolarisation verändern und eine T-Wellen-Inversion erzeugen. Wie zuvor beschrieben, verkürzt Ischämie die Aktionspotentialdauer der Zellen, was dazu führt, dass die Repolarisation früher als normal auftritt. Da subendokardiale Zellen im Allgemeinen anfälliger für Ischämie sind (10), können diese Zellen, wenn sie hypoxisch werden, vor den subepikardialen Zellen repolarisieren. Wenn dies auftritt, wandert die Repolarisationswelle von der subendokardialen zur subepikardialen Oberfläche des Ventrikels. Basierend auf den EKG-Interpretationsregeln führt dies zu einer negativen Abweichung in der T-Wellen-Aufzeichnung durch eine Elektrode, die über dieser Region des Ventrikels liegt (Abb. 12). Das Auftreten einer T-Wellen-Inversion weist nicht unbedingt auf eine myokardiale Ischämie hin, wird jedoch häufig klinisch während ischämischer Ereignisse beobachtet.

Abb. 12.Umkehr der T-Welle durch subendokardiale Ischämie. Ischämische subendokardiale Zellen (durchgezogenes Aktionspotential) haben ein depolarisiertes Ruhemembranpotential und eine verkürzte Aktionspotentialdauer (↓APD), was eine Repolarisation bewirken kann, bevor die subepikardialen Zellen (gestricheltes Aktionspotential) repolarisieren. Dies führt dazu, dass sich die Repolarisationswelle (gestrichelte Pfeile) in Richtung der darüber liegenden Aufzeichnungselektrode bewegt, die im Allgemeinen dieselbe Vektororientierung wie die Depolarisation (durchgezogener Pfeil) hat, was eine negative Ablenkung der T-Welle verursacht. Verwendet mit Genehmigung von Klabunde RE (http://www.cvphysiology.com, 2016).

Obwohl eine myokardiale Ischämie häufig klinisch signifikante Veränderungen der Frequenz, des Rhythmus oder der Reizleitung verursacht, treten diese Veränderungen bei einer Ischämie nicht immer auf. Das EKG kann jedoch zusätzliche Hinweise auf eine Ischämie liefern, indem Veränderungen im ST-Segment untersucht werden (7). Dieses Segment zwischen dem Ende des QRS und dem Beginn der T-Welle ist normalerweise isoelektrisch (0 mV auf der EKG-Aufzeichnung), da es den Zeitraum darstellt, in dem alle ventrikulären Myozyten depolarisiert sind. Das ST-Segment kann jedoch unter ischämischen Bedingungen erniedrigt oder erhöht werden. Zum Beispiel kann eine Person mit einer Vorgeschichte von Belastungs-Brustbeschwerden und vermuteter Koronarerkrankung durch ein Belastungs-EKG bewertet werden, das üblicherweise durchgeführt wird, indem der Patient auf einem Laufband mit unterschiedlichen Arbeitsbelastungen läuft, während ein 12-Kanal-EKG aufgezeichnet wird. Reicht der koronare Blutfluss nicht aus, um den erhöhten Sauerstoffbedarf des Herzens während der Belastung zu decken, wird das Gewebe hypoxisch und es kann zu einer Depression der ST-Strecke kommen (Abb. 13) (13).

Abb. 13.ST-Strecken-Depression als Folge einer ventrikulären subendokardialen Ischämie. Das ST-Segment ist normalerweise isoelektrisch (Nullspannung). Verwendet mit Genehmigung von Klabunde RE (http://www.cvphysiology.com, 2016).

Diese Form der bedarfsinduzierten Ischämie betrifft das Subendokard stärker als das Subepikard (10). Eine subendokardiale Ischämie führt zu einer Depolarisation dieser Region der Ventrikelwand (Abb. 14). Da andere Regionen während des Trainings noch ausreichend durchblutet werden können, entstehen eine Spannungsdifferenz und diastolische Verletzungsströme zwischen dem normalen und ischämischen Gewebe. Die Verletzungsströme sind „diastolisch“, weil sie am ausgeprägtesten sind, wenn der Rest des Ventrikels repolarisiert ist. Elektroden zeichnen diesen Verletzungsstrom als positive Spannung auf, die vor dem QRS und nach der T-Welle auftritt, wenn die Ventrikel normal repolarisiert sind. Wenn der Ventrikel nach dem QRS gleichmäßiger depolarisiert wird, zeichnet die Elektrode ein normales isoelektrisches ST-Segment auf. Daher tritt bei der ST-Segment-Senkung tatsächlich die Grundlinienspannung (vor dem QRS und nach der T-Welle) auf, so dass das isoelektrische ST-Segment relativ zur Grundlinie niedergedrückt zu sein scheint.

Abb. 14.Modell der ST-Strecken-Depression in Verbindung mit subendokardialer Ischämie. In einem ruhenden, repolarisierten Ventrikel erzeugt eine subendokardiale Ischämie einen Depolarisationsbereich, der als positive Spannung aufgezeichnet wird, da an der Grenze zwischen depolarisiertem und repolarisiertem Gewebe erzeugte Vektoren (durchgezogene Pfeile) auf die darüber liegende Aufzeichnungselektrode gerichtet sind. Dies erhöht die vor dem QRS-Komplex und nach der T-Welle beobachteten Grundlinienspannungen. Wenn der gesamte Ventrikel depolarisiert wird (dargestellt durch das ST-Segment), wird eine Spannung von Null aufgezeichnet, was das Auftreten einer ST-Segment-Depression relativ zur Periode der ventrikulären Repolarisation ergibt. Verwendet mit Genehmigung von Klabunde RE (http://www.cvphysiology.com, 2016).

Eine ST-Strecken-Hebung (Abb. 15) ist im Allgemeinen ein Zeichen einer schwereren Myokardischämie und tritt bei den meisten akuten Myokardinfarkten auf, die durch eine vollständige Blockierung einer Koronararterie infolge einer rupturierten atherosklerotischen Plaque mit anschließender Thrombusbildung verursacht werden. Wenn Herzenzymmessungen (z. B. Troponin) den Infarkt (Zelltod) bestätigen, spricht man von einem ST-erhöhten Myokardinfarkt (STEMI).

Abb. 15.ST-Strecken-Hebung infolge ventrikulärer transmuraler Ischämie. Das ST-Segment ist normalerweise isoelektrisch (Nullspannung). Verwendet mit Genehmigung von Klabunde RE (http://www.cvphysiology.com, 2016).

Um zu verstehen, warum das ST-Segment angehoben wird, kann eine ähnliche Argumentation auf das angewendet werden, was für die ST-Depression beschrieben wurde. Bei der ST-Hebung liegt in der Regel ein transmuraler Infarkt vor, der die gesamte Wandstärke einer Ventrikelregion umfasst (7). Dieses ischämische Gewebe wird depolarisiert (Fig. 16), da es nicht in der Lage ist, normale Ionengradienten über die Zellmembranen hinweg aufrechtzuerhalten. Wenn das nicht beteiligte Myokard repolarisiert wird (zwischen dem Ende der T-Welle und dem Beginn des QRS), gibt es Verletzungsströme, die durch die Trennung von depolarisiertem verletztem Gewebe und polarisiertem Normalgewebe erzeugt werden. Eine über dem ischämischen Gewebe liegende Aufzeichnungselektrode zeichnet negative Spannungen auf, da der elektrische Vektor in einer Richtung weg von der Elektrode verläuft. Daher zeichnet die Elektrode zu einem Zeitpunkt, zu dem der gesamte Ventrikel repolarisiert werden sollte und die EKG-Basislinienspannung Null sein sollte, stattdessen eine negative Spannung auf. Wenn der gesamte Ventrikel mit dem Auftreten des QRS depolarisiert wird, dann verschwindet die Spannungsdifferenz zwischen ischämischem und normalem Gewebe und die Elektrode zeichnet ein isoelektrisches ST-Segment auf. Dieses Segment erscheint jedoch im Vergleich zur abgesenkten Grundlinie erhöht. Andere EKG-Veränderungen (z. B. Bildung prominenter Q-Zacken) treten im Laufe der Stunden und Wochen nach einem STEMI auf (7).

Abb. 16.Modell der ST-Strecken-Hebung in Verbindung mit transmuraler Ischämie. In einem ruhenden, repolarisierten Ventrikel erzeugt eine transmurale Ischämie einen Depolarisationsbereich, der von der darüber liegenden Elektrode als negative Spannung aufgezeichnet wird. Dies tritt auf, weil Vektoren, die an der Grenze zwischen depolarisiertem und repolarisiertem Gewebe (durchgezogene Pfeile) erzeugt werden, von der darüberliegenden Aufzeichnungselektrode weg gerichtet sind, wenn alles außer dem ischämischen Gewebe repolarisiert wird. Dies senkt die vor dem QRS-Komplex und nach der T-Welle beobachteten Grundlinienspannungen. Wenn der gesamte Ventrikel depolarisiert wird (ST-Segment), wird eine Spannung von Null aufgezeichnet, was das Auftreten einer ST-Segment-Hebung relativ zur ventrikulären Repolarisationsperiode ergibt. Verwendet mit Genehmigung von Klabunde RE (http://www.cvphysiology.com, 2016).

Schlüsselkonzepte: Eine ventrikuläre Ischämie kann

ST-Strecken-Senkung oder -Elevation.

Zusammenfassung.

Diese Lehrübersicht bildet eine Grundlage für das Verständnis der zellulären Elektrophysiologie sowohl im normalen als auch im ischämischen Myokard. Ruhemembranpotentiale und Aktionspotentiale, die durch chemische Ionengradienten und Änderungen der Membranionenleitfähigkeit bestimmt werden, reagieren sehr empfindlich auf durch Ischämie induzierte Gewebehypoxie. Ischämie führt zu einer zellulären Depolarisation, indem sie die chemischen Ionengradienten und die Membranleitfähigkeit für Ionen verändert. Diese Veränderungen verändern die Depolarisation und Repolarisation des Aktionspotentials und erniedrigen ihre Erregungsleitung im Herzen, was zu einer veränderten Morphologie, Intervallen und Segmenten der EKG-Wellen führt. Daher sind charakteristische Veränderungen im EKG bei der Diagnose von Myokardischämie und -infarkt nützlich.


Vorlesung 24: Nervensystem 1

Laden Sie das Video von iTunes U oder dem Internetarchiv herunter.

Vorlesung 21: Entwicklung - 1

Vorlesung 22: Entwicklung - 2

Vorlesung 24: Nervensystem 1

Vorlesung 25: Nervensystem 2

Vorlesung 26: Nervensystem 3

Der folgende Inhalt wird unter einer Creative Commons-Lizenz bereitgestellt. Ihre Unterstützung wird MIT OpenCourseWare helfen, weiterhin hochwertige Bildungsressourcen kostenlos anzubieten. Um zu spenden oder zusätzliche Materialien aus Hunderten von MIT-Kursen anzuzeigen, besuchen Sie MIT OpenCourseWare unter ocw.mit.edu.

HAZEL SIVE: Gut, schauen wir uns einige Ihrer Fragen an. Ein paar von ihnen sind-- weißt du was, ich werde diesen Bildschirm wahrscheinlich die meiste Zeit benutzen. Denn dieser passt nicht. Aber schauen wir uns diesen Bildschirm an.

Ihre Fragen konzentrierten sich wirklich auf IPS-Zellen und die Magie von IPS-Zellen. Und es kamen ein paar wichtige Fragen auf. Was ist das Problem beim therapeutischen Einsatz von IPS-Zellen?

Nun, es gibt eine Zahl. Erstens sind sie so neu, dass wir wirklich nicht wissen, welche Arten von Zelltypen diese IPS-Zellen herstellen können, daher ist nicht klar, wie man sie verwendet. Ein weiteres Problem, an dem mein Kollege Professor Jaenisch arbeitet, ist die Frage, wie man diese Zellen tatsächlich züchten kann.

Ich habe heute morgen ein Sprachproblem. Wissen Sie, je leiser Sie sind, desto mehr können Sie meine Worte hören.

IPS-Zellen, menschliche Zellen, wachsen im Labor sehr langsam. Und es ist sehr schwierig, sie zu züchten. Es gibt also einige grundlegende Fragen in der Biologie, wie man diese Zellen auf eine ausreichende Zahl wachsen lässt, die tatsächlich nützlich wäre.

Aber hier ist ein anderer, der sehr wichtig ist. Zu den Transkriptionsfaktoren, die wir verwenden, um adulte Zellen in IPS-Zellen umzuwandeln, gehörte ein Onkogen namens c-Myc. Und Myc ist die Art von Gen, die nicht schön und aktiv in Ihren Zellen durch Ihren Körper schwebt, weil es Ihnen Krebs geben wird.

Die Herausforderung besteht also darin, Myc und andere potente Transkriptionsfaktoren tatsächlich zu verwenden, um adulte Zellen in Stammzellen zu verwandeln, ohne dass die Stammzellen dem Empfänger Krebs geben. Und es gibt einige sehr clevere Methoden, mit denen die Leute versuchen, dies zu umgehen.

Es ist wirklich unmöglich, Sie zu unterrichten, wenn Sie in Gruppen sprechen. Ich kann es einfach nicht. Also, diejenigen von euch, die reden, bitte nicht. Dankeschön.

In Ordnung, also was ist das Große an IPS-Zellen? Nun, die große Sache ist, dass sie Ihre eigenen sein können. Theoretisch – und vielleicht in der Praxis in einem Jahrzehnt, vielleicht in fünf Jahren – könnten Ihre eigenen Zellen, Ihre Hautzellen von Ihnen entfernt, im Labor bearbeitet, in Ihre eigenen Stammzellen umgewandelt und wieder zurückgebracht werden in deinen eigenen Körper, und sie wären dein eigener.

Sie würden also natürlich nicht von Ihnen abgelehnt. Und das ist eine enorme Sache. Sie werden autologe Zellen genannt. Es gibt ein ethisches Problem, da Sie keine Embryonen ernten müssen, um Stammzelllinien zu erhalten. Und das ist eine große Sache.

Und hier ist ein konzeptioneller Deal. Als wir über Entwicklung sprachen, sprachen wir über diesen direktionalen Weg, bei dem nicht gebundene Zellen gebunden wurden und differenziert wurden. Man dachte wirklich, das sei eine Einbahnstraße.

Aber was die IPS-Zellentechnologie gezeigt hat – schauen wir uns das an – gut, wir können die Idee von einem dieser beiden Bildschirme bekommen. Die IPS-Zelltechnologie hat gezeigt, dass man die Differenzierung umkehren kann. Sie können differenzierte adulte Zellen nehmen und mit den richtigen regulatorischen Faktoren in Stammzellen verwandeln. Und das ist konzeptionell eine große Sache. Sehr gut, tolle Fragen.

Meine nächsten Sprechzeiten sind am Montag, 12-1. Kommen Sie vorbei oder mailen Sie mir. Aber jetzt wenden wir uns einem neuen Modul zu, und das ist das Nervensystem. Und hier sind wir im Kurs.

Sie haben das gesamte grundlegende Material erstellt. Wir haben über Bildung gesprochen. Und jetzt werden wir über Systeme und insbesondere das Nervensystem sprechen.

Beginnen wir mit der Frage, was ein System ist. Aufbauend, die Komplexität dessen, worüber wir im Leben sprechen. Ein System bezieht sich auf viele Organe, die mit einer gemeinsamen Funktion zusammenarbeiten. Viele Organe arbeiten mit einer Gesamtfunktion zusammen.

Und über zwei werden Sie im Kurs sprechen. Sie werden mit Professor Jacks über das Nervensystem und das Immunsystem sprechen. Das Nervensystem, das Thema der nächsten drei Vorlesungen ist, hat mit Kommunikation zu tun – hat mit der Kommunikation von außen nach innen im Körper eines Tieres zu tun, hat mit der Kommunikation innerhalb des Körpers zu tun und hat zu tun mit Kommunikation, um den Organismus – das Tier, weil Pflanzen kein Nervensystem haben – das Tier dazu zu bringen, etwas zu tun. Beim Nervensystem geht es also um die Kommunikation zu oder von oder innerhalb des Körpers eines Tieres.

Wir hatten eine Reihe von elektrischen Analogien im Kurs. Sie werden sich an die berühmte Signalanalogie erinnern, den Lichtschalter dort an der Wand einzuschalten. Aber jetzt kommen wir zu einer anderen elektrischen Analogie, die eigentlich zutreffender ist.

Und ich werde die Analogie für das Nervensystem verwenden, indem ich über Drähte spreche, die das Signal übertragen, durch die Zellen kommunizieren. Ich werde über Anschlüsse zwischen den Drähten sprechen. Und dann werde ich über Schaltungen sprechen.

Und das werden die Themen der nächsten drei Vorträge sein. Also Drähte, Anschlüsse und Schaltungen. Und das sind Nervensystem 1 bis 3, die Vorlesungen in diesem Modul.

Heute werden wir über die Drähte sprechen. Und es wird drei Themen geben. Der erste ist der Zellentyp, der etwas mit der Verkabelung für diese Kommunikation zu tun hat. Das zweite ist etwas, das Aktionspotential genannt wird, das das Signal ist, durch das Zellen mit sich selbst kommunizieren. Und das dritte hat mit den Ionenkanälen und Pumpen zu tun.

Aber fangen wir damit an, das Problem auf eine coole Art und Weise zu formulieren. Wenn Sie in den Menschen schauen, schauen wir auf diesen Bildschirm. Wenn Sie in den Menschen schauen und die Nerven umreißen. Und wenn Sie sich die lebenden, plastifizierten menschlichen Exponate angesehen hätten, hätten Sie die plastifizierten Nerven gesehen.

Sie sind wirklich außergewöhnlich. Das Netzwerk von Nerven, die die Einheit der Kommunikation im ganzen Körper sind. Ist enorm. Und es umfasst fast jeden einzelnen Teil des Körpers.

Die Zelle, die an der Kommunikation beteiligt ist – das werden wir gleich ausführen – ist das Neuron. Und eines der Dinge bei Neuronen ist, dass sie sehr lange Prozesse haben, die Axone genannt werden, mit denen wir uns heute eingehend befassen werden.

Aber lassen Sie uns die Dinge intuitiver formulieren. So sieht unser Gehirn aus. Sie haben in der Tat keine Nerven, sie zu erneuern. Wenn Sie sich also tatsächlich einer Gehirnoperation unterziehen, können Sie während der Operation wirklich wach sein. Denn im Gehirn gibt es keine Nerven oder zumindest keine Schmerzrezeptoren im Gehirn. Natürlich hat das Gehirn Nerven, aber es gibt keine Schmerzrezeptoren im Gehirn.

Menschliches Gehirn. Milliarden und Abermilliarden und Billionen von Neuronen. Wir werden in zukünftigen Vorlesungen über Zahlen sprechen.Aber lassen Sie uns ein wenig tiefer in das Gehirn schauen, damit Sie sehen können, wie voll es mit Neuronen ist und wie die Verbindungen zwischen den Neuronen so unglaublich komplex sind, dass Sie darüber nachdenken, wie Sie Schaltkreise verwenden, um das menschliche Nervensystem aufzubauen – oder tatsächlich? der meisten Tiere - ist ein enormes Problem.

Professor Sebastian Seung hier - dessen Name nicht auf dem Bildschirm ist, und ich entschuldige mich bei ihm, es ist der Bildschirm-Snafu, er wird auf Ihren Power Points sein, wenn Sie diese aus dem Internet herunterladen - arbeitet an der Aufgabe, alle zusammenzustellen Verbindungen im menschlichen Gehirn. Und beginnend mit einem kleinen Gehirnwürfel – das sind ungefähr 100 Mikrometer, es ist nicht ganz ein Würfel, aber es ist ungefähr ein 100-Mikrometer-Würfel – er hat versucht herauszufinden, was alle Zellverbindungen und was alle Zellen sind befinden sich in diesem kleinen winzigen Gehirnwürfel, der nur ein winziger, winziger Bruchteil Ihres Gehirns ist.

Also schau dir das an. Dies ist eine elektronenmikroskopische Aufnahme, die er aus einer Reihe von elektronenmikroskopischen Aufnahmen zusammengesetzt hat, um diese 3D-Struktur zu erstellen. Und nun gehen seine Studenten und die von Professor Lichtman in Harvard durch diesen Würfel und skizzieren in seriellen Schnitten eine bestimmte Zelle. Das sind sehr kleine Abschnitte. Dies sind etwa fünf Nanometer-Abschnitte.

Und dann fügten sie diese Abschnitte zusammen. Und Sie können die dreidimensionale Struktur des Neurons erhalten, während es durch den Würfel geht. Und Sie können anfangen zu kartieren, wie dieses Neuron neben anderen Neuronen liegt. Okay, es geht rückwärts.

Und es gibt zwei nebeneinander liegende Zellen, die Sie beim 3D-Rendering erhalten können, mit diesem sehr sorgfältigen Prozess, bei dem zuerst Abschnitte des Gehirns erhalten, alle zu einem Stück zusammengefügt und dann die einzelnen Zellformen innerhalb dieses Stücks zerlegt werden . Wenn Sie das für das gesamte Gewebestück tun, erhalten Sie dies. Da ist das rote und das grüne Neuron. Hier ist ein blaues, es gibt ein gelbes, Limette, Lila, Rot, Dunkelblau, Gelb, Orange. Es ist entmutigend.

Da gehst du. In diesem winzigen Stückchen Gehirn sind die Zellen so verpackt. Und die Verbindungen zwischen ihnen sind enorm. Und das ist nur weniger als ein Millionstel Ihres Gehirns.

Es ist also eine enorme Aufgabe, alle Verbindungen, alle Schaltkreise im Nervensystem herauszufinden. Und wir wissen es nicht. Wir werden später darüber sprechen, was wir wissen. Aber ich wollte das Problem für Sie formulieren, damit Sie ein Gefühl dafür haben, wohin wir gehen wollen.

Kommen wir zurück zum Neuron. Und lassen Sie uns über den Zelltyp sprechen und darüber, wie wichtig der Zelltyp für das Nachdenken über die Signalübertragung im Nervensystem ist. Wie alles andere im Körper verwendet auch die Kommunikation Zellen als Währung. Und der Zelltyp ist die besondere Art von Zelltyp, nämlich das Neuron. Neuronen sind also die verbindenden/verdrahtenden Zellen.

Es gibt eine zweite Art von Zelle im Nervensystem, die für die Funktion des Nervensystems wirklich entscheidend ist, die Glia genannt wird. Und dies sind Zellen, die als Stützzellen bezeichnet werden. Aber das ist nicht wirklich fair. Sie führen Neuronen, und wie wir später erwähnen werden, isolieren sie auch Neuronen, damit die Drähte nicht kurzgeschlossen werden. So führen und isolieren sie Neuronen.

Die Struktur des Neurons ist wichtig, um seine Funktion zu verstehen. Wie alle Zellen hat es einen Kern und ein Zytoplasma. Und hier ist es, der Kern, das Zytoplasma. Und diese Region des Neurons wird Zellkörper genannt.

Aber im Gegensatz zu anderen Zellen kommen aus diesem Zellkörper Prozesse. Und es sind sehr substantielle Prozesse. Auf einer Seite des Zellkörpers befinden sich normalerweise ziemlich kurze Fortsätze. Sie können verzweigt sein, und es können Bündel von ihnen vorhanden sein. Und diese werden Dendriten genannt.

Dendriten sind Prozesse, die ein Signal empfangen. Sie sind also der Ort, an dem es eine Signalisierung gibt – lassen Sie mich diesen Dendriten loswerden – es gibt einen Signalisierungseingang. Das Signal, das Dendriten empfangen, bewegt sich durch den Zellkörper und in einen anderen Prozess, der Axon genannt wird und sehr lang ist.

Und um die Tatsache, dass es sehr lang ist, geht es eigentlich in diesem Vortrag. Das Axon ist also der Draht. Axone können bis zu einem Meter lang werden. Hier ist das Axon.

Und es gibt Axone, die in Ihrem Rückenmark beginnen und sich von einer einzigen Zelle bis zum Bein hinunterbewegen. Wir werden gleich darüber sprechen, warum das so ist. Diese Axone verzweigen sich an ihren Enden. Und sie verbinden sich mit einem anderen Neuron oder etwas anderem, aber wir zeichnen ein anderes Neuron.

Hier ist ein weiteres Neuron mit seinen Dendriten und einem weiteren Axon. Die Verbindung – hier sind Neuron 1 und Neuron 2. Und die Verbindung zwischen Axonen und Dendriten – oder wie Sie feststellen werden, Axonen im Zellkörper – wird Synapse genannt. Manche Leute sagen, Synapse – das ist die Verbindung – beides ist in Ordnung.

Und die Sache ist, dass dieser Input, der sich ganz auf der linken Seite des Boards befindet, entlang des Axons in das nächste Neuron und dann entlang des nächsten Neurons übertragen wird. Dies ist das Signal. Und wir müssen uns überlegen, warum Zellen dafür diese sehr langen Prozesse haben wollen, und dann, wie das Signal übertragen wird.

Der Grund dafür, dass Zellen diese langen Prozesse haben, anstatt... nun, lasst uns einen Moment zurücktreten. Lassen Sie uns darüber nachdenken, wie Zellen miteinander kommunizieren könnten. Sie können sich eine ganze Reihe kleiner runder Zellen vorstellen, die alle so aufgereiht sind, dass ein Meter davon von Ihrem Rückenmark bis zu Ihrem Bein reicht. Und das würde Ihnen eine Kommunikationskette von Ihrem Rückenmark zu Ihrem Bein geben. Und Sie könnten eins in Ihrem Gehirn haben und so weiter.

Und das würde theoretisch funktionieren. Aber es stellt sich heraus, dass die Zell-Zell-Kommunikation sehr langsam ist und dass Zellen einen Weg gefunden haben, ein Signal über ihre eigene Länge sehr schnell zu übertragen.

Sie wissen, dass zwischen dem Erhalten eines Reizes und einer Reaktion eine endliche Zeit vergeht. Weißt du, man berührt etwas Heißes, man merkt, dass es tatsächlich einen Moment dauert, bis man herausfindet, dass es heiß ist. Das ist die Übertragungsgeschwindigkeit des Signals bis in Ihr Gehirn. Und du sagst, wow, das ist heiß, bewege meinen Finger.

Wenn Sie Zellen hätten, die sich eher verbinden als lange Prozesse einer Zelle, würden Sie viel länger brauchen, um diese Verbindung herzustellen – vielleicht zehnmal länger – um diese Verbindung herzustellen. Und Sie würden sich einen schlimmen Finger verbrennen.

Das Axon ist also das Ding, das eine schnelle Übertragung des Signals ermöglicht. Das Axon ist also lang. Es führt zu einem intrazellulären Signal. Und dies ist im Verhältnis zu einem interzellulären Signal sehr schnell.

Aber wie überträgt man ein Signal entlang einer Zelle? Axone tun dies, indem sie die Bewegung von Ionen verwenden. Das Signal entlang des Axons ist also auf die Bewegung von Ionen zurückzuführen. Und dies wird Aktionspotential genannt, wie wir besprechen werden.

Und dieser Prozess stützt sich auf eine Eigenschaft aller Zellen, die Neuronen genutzt haben. Fast alle Zellen haben also einen Potentialunterschied über ihre Membran, weil es einen Ladungsunterschied über die Plasmamembran gibt. Fast alle Zellen haben also ein sogenanntes Membranpotential, also eine Membranpotentialdifferenz.

Und im Allgemeinen sind Zellen außen positiver als innen. Außerhalb der Zelle – und es lohnt sich, sich daran zu erinnern – ist es positiver. Und es ist positiver, weil es viele Natriumionen gibt. Sie werden sehen, warum dies wichtig ist. Es gibt niedrige Kaliumionen und einige hohe Chloridionen. Aber wirklich wichtig ist, dass es außerhalb der Zelle eine sehr hohe Natriumkonzentration gibt.

Umgekehrt ist das Innere der Zelle offensichtlich negativer. Natrium ist niedrig. Kalium ist höher, aber immer noch nicht sehr hoch. Und es gibt eine Menge Ionen, die in der Zelle gefangen sind.

Warum ist das wichtig? Mal sehen, was ich als nächstes hier habe. OK, die meisten Zellen zeigen eine Potentialdifferenz. Hier ist es. Hier wird die Potentialdifferenz geschrieben. Neuronen liegen irgendwo zwischen minus 70 und minus 60 Millivolt, wobei man von der relativen Potentialdifferenz von innen nach außen spricht, deshalb ist sie negativ. Und Sie können sehen, dass Tumorzellen tatsächlich ein sehr niedriges Membranpotential haben, das signifikant sein kann oder auch nicht.

Was ist die Art des Signals, das Neuronen verwenden, um vom Eingang entlang des Axons zur nächsten Zelle zu übertragen? Was ist insbesondere das Signal, das entlang des Axons übertragen wird? Und die Antwort ist ein sogenanntes Aktionspotential. Es ist das Signal, das entlang des Axons übertragen wird, der Draht, auf den ich mich bezogen habe.

Und ein Unfallpotential, das ich als AP abkürze, wird – und Sie werden dies gleich verstehen – als lokale, vorübergehende Depolarisation definieren. Lokal, vorübergehend – dauert nur einen Moment – ​​Depolarisation, Änderung des Membranpotentials. Und das meiste davon werde ich auf dem Board machen. Sie haben eine Handreichung, aber ich werde das meiste davon an der Tafel machen, weil es als Gespräch besser funktioniert als als Demonstration.

Lassen Sie uns ein bisschen ein Axon zeichnen. Hier ist das Axon. Zwei Plasmamembranen – außen, innen, außen. Das ist also das Axon. Plasmamembran, PM.

Und was wir tun werden – und hier ist ein Zytoplasma – was wir tun werden, ist ein Stück des Axons zu nehmen und es zu sprengen und auf nur eine Plasmamembran auf einer Seite des Axons zu fokussieren und zu schauen und sehen Sie im Detail, was dort vor sich geht. Nehmen wir also dieses Stück und sprengen es auf, so dass wir jetzt die Plasmamembran haben – und Sie erinnern sich, es ist eine Lipiddoppelschicht. Aber ich zeichne es als einzelne Linie, weil es wirklich eine Schmerzkontrolle ist, es als Lipiddoppelschicht zu zeichnen. Aber Sie wissen, dass es eine Lipiddoppelschicht ist.

Auf der einen Seite – und hier ist außerhalb der Zelle und innerhalb der Zelle. Auf der einen Seite gibt es viele positive Ladungen. Und auf der anderen Seite gibt es weniger und relativ mehr negative Ladungen.

Wenn das Axon so aussieht, mit diesem Gleichgewicht von positiven und negativen Ladungen, spricht man von Ruhepotential. Und das Ruhepotential beträgt etwa minus 60 Millivolt.

Okay, was ist unser Ziel? Unser Ziel ist es, hier, bei diesem Sternchen, zu beginnen und ein Signal entlang dieses Axonsstückes zu übertragen und das Signal gerichtet zu übertragen. Unser Ziel ist es also, ein Richtungssignal zu übertragen.

Lassen Sie uns drei Zeitpunkte zeichnen, von denen jeder eine Plasmamembran dieses bestimmten Axonsegments hat. Und lassen Sie uns – ich gehe ein bisschen auf diese Seite des Bretts – lass sie uns hier, hier und hier haben. Und so haben wir einen Zeitvektor, der diagonal über das Brett geht.

Und wir begannen mit etwas, das so aussah, wie es oben auf der Tafel mit Ruhepotential aussah. Und jetzt werden wir über ein sehr kurzes Membransegment die Membranladung umkehren oder die Zelle wird es tun. So dass jetzt außen ein kleiner Teil der Membran ist, der außen negativ und innen positiv ist. Und der Rest ist außen positiv und innen negativ.

Im Laufe der Zeit spricht man von einer Depolarisation, einer Umkehrung des Membranpotentials. Mit der Zeit wird sich diese Depolarisation, diese anfängliche Depolarisation, korrigieren. Es wird wieder so, wie es war.

So bekommst du draußen wieder positive Ladungen. Aber das Membransegment nebenan wird sich depolarisieren, also wird es jetzt außen negativ und innen positiv. Und der Rest ist außen positiv und innen negativ.

Dieses kleine Stück Membran, das zweite – das ist also Depolarisation 1, hier ist Depolarisation 2. Auch hier werden Sie mit der Zeit eine Gleichrichtung dieser zweiten Depolarisation erreichen. Und Sie haben jetzt die Idee, es wird sich weiter das Axon hinunter bewegen.

Hier ist also Depolarisation 3. Und Sie erinnern sich, dass dies außerhalb und innerhalb des Axons ist. Wenn Sie sich also mein Diagramm ansehen - ich habe Ihnen keinen Mechanismus gegeben -, können Sie hier sehen, dass sich ein Signal in diese Richtung entlang des Axons bewegt.

Jede dieser Depolarisationen, die ich gezeichnet habe, wird Aktionspotential genannt. Und ich gebe Ihnen gleich noch einige weitere Eigenschaften, damit Sie ein Aktionspotential erkennen, wenn Sie eines sehen. Aber es gibt ein paar Fragen, die sich aus diesem einfach zu zeichnenden Diagramm ergeben.

Erstens, wie passiert das wirklich? Wie kehren sich Ladungen über die Membran um? Zweitens, warum ist das Signal unidirektional? Warum geht es nicht rückwärts? Und drittens, wie setzt man die Depolarisation zurück, wenn sie einmal passiert ist?

Und all diese Dinge, die Sie sehen werden, hängen zusammen, aber lassen Sie uns diese Fragen aufwerfen. Wie geschieht dies? Warum ist es unidirektional? Und was bedeutet das – oder wie wird das Membranpotential zurückgesetzt, nachdem eine Depolarisation stattgefunden hat? Hier haben Sie zum Beispiel das Membranpotential zurückgesetzt.

Die Antwort auf all dies ist also komplex. Und wir werden es in Blöcken beantworten, wie wir es in diesem Kurs tun. Und das erste, was wir in Bezug auf die Änderung des Membranpotentials beantworten werden.

Beginnen wir noch einmal mit unserem Axon-Chunk, mit Außen und Innen, und der Ladungsverteilung, die auf Ruhepotential liegt. Und es kommt eine Art Input. Es könnte Berührung sein, es könnte ein anderes Neuron sein, das ein zweites Neuron berührt. Es könnte Vision sein, Licht, das kommt, irgendeine Art von Input.

Hier ist es. Und dieser Input wirkt auf einen sehr lokalen Teil der Membran. Und es ändert das Membranpotential nur ein kleines bisschen, so dass das Membranpotential ein sogenanntes Schwellenpotential erreichen könnte.

Also lass uns schauen, lass es uns herausziehen. Hier ist es. Etwas über einem kleinen winzigen Stück der Membran gibt es eine Art Ladungsumkehr. Die positiven Ladungen kommen von außen und bewegen sich nach innen. Und wir nennen dies Potentialdifferenz-Schwellenpotential. Und wenn Sie eine Zahl wollen, sind es etwa minus 55 Millivolt.

Was passiert nach der Schwelle? Nun, Schwelle, Sie verstehen, was Schwelle ist. Es bedeutet, dass etwas passiert, weil Sie einen Punkt erreicht haben, an dem es kein Zurück mehr gibt. Und was passiert, ist, dass jetzt ein Aktionspotential vorhanden ist und es zu einer massiven Bewegung der positiven Natriumionen in die Zelle kommt.

Vom Schwellenpotential gibt es also eine massive Bewegung, wieder nach außen und innen. Jetzt haben Sie also anstelle dieses kleinen winzigen Depolarisationsbereichs einen großen Depolarisationsbereich. Dies ist also eine kleine Depolarisation – für Depolarisation –, die zu einer sehr großen Depolarisation der Art führt, die ich zuvor auf die Tafel gezeichnet habe.

Diese große Depolarisation wird Aktionspotential genannt. Und es hat mehrere Eigenschaften. Das Aktionspotential kehrt das Membranpotential fast vollständig um. In diesem Bereich der Membran sind es jetzt also etwa plus 60 Millivolt. Es ist also eine massive Depolarisation. Sie kehren die Ionenverteilung über einen kleinen Bereich der Membran vollständig um.

Es ist jedoch sehr lokal. Ein Aktionspotential tritt auf – oder diese massive Depolarisation tritt über etwa einem Mikrometer der Membran auf. Die Einrichtung dauert ein bis zwei Millisekunden. Es beinhaltet die Bewegung von etwa 10 bis 5 Ionen von außen nach innen. Und ich habe Ihnen das Potenzial gesagt.

Die andere Sache, die wirklich wichtig ist, die Sie verstehen müssen, ist etwas, das alle oder keine genannt wird. Die Depolarisation, die Sie mit einem Aktionspotential erhalten, ist entweder vollständig oder sie findet nicht statt. Wenn Sie den Schwellenwert erreichen, kehren Sie die Polarität um und Sie erhalten diese vollständige Depolarisation von minus 60 auf plus 60 Millivolt. Sie erhalten keine teilweise Depolarisation auf plus 10 oder 20 oder 30 manchmal oder 35.

Für ein bestimmtes Neuron erhalten Sie ein bestimmtes Aktionspotential. Und entweder passiert es, oder es passiert nicht. Also alles auf keinen, sehr wichtig. Keine kleinen oder großen Aktionspotentiale.

Und jetzt haben wir eine Depolarisation, aber wir haben zwei Fragen nicht beantwortet. Wir haben die Frage der Unidirektion nicht beantwortet, und wir haben die Frage des Zurücksetzens nicht beantwortet. Das machen wir auf der nächsten Tafel.

Und beginnen wir eigentlich mit einem Aktionspotential. Und ich werde tatsächlich ein Aktionspotential zeichnen, sozusagen in der Mitte dieses Axons. Sie werden sehen, warum.

Wenn Sie ein Aktionspotential erhalten, bewegen sich Natriumionen von außen nach innen. Und diese Natriumionen - weil sie nur Ionen sind - beginnen sich im Zytoplasma zu diffundieren. Und wenn sie nebenan diffundieren, verändern sie das Membranpotential, das den Schwellenwert erreicht, was ein Aktionspotential im Membranstück nebenan auslöst. Und dann werden diese Ionen diffundieren, damit das Membranstück nebenan das Schwellenpotential erreicht. Und Sie bekommen ein Aktionspotential ausgelöst und so weiter.

Aber die Ionen können sich natürlich in beide Richtungen bewegen, weil sie nur Ionen sind. Die Ionen können sich also zurück bewegen. Wenn hier Ihr Aktionspotential stattfand, könnten sich die Ionen in diese Richtung bewegen und ein Aktionspotential auslösen, das das Axon hinauf zum Zellkörper zurückgeht.

Warum passiert das nicht? Es passiert nicht, denn sobald Sie ein Aktionspotential ausgelöst haben, wird diese Membran feuerfest und kann für eine Weile kein weiteres Aktionspotential auslösen. Und während dieser Zeit, in der die Membran nicht in der Lage ist, zu reagieren und ein weiteres Aktionspotential zu erzeugen, sind die Ionen weg diffundiert und wandern das Axon hinunter. Und so erhalten Sie eine unidirektionale Ausbreitung.

Versuchen wir, das herauszuarbeiten. Hier ist also ein Aktionspotential. Und die einströmenden Ionen werden diffundieren. Und sie werden die Membran nebenan zur Schwelle bringen. Und so lösen sie nebenan ein Aktionspotential aus.

Diese rückwärts verschmelzenden Ionen können nichts tun. Denn wenn die Membran erst einmal ein Aktionspotential hatte, kann sie für eine Weile kein weiteres mehr haben. Diese Membran hier, neben dem Aktionspotential, ist also für eine gewisse Zeit resistent gegen Depolarisation – das ist eine wirklich schreckliche Rechtschreibarbeit dort, Depolarisation. Sagen wir für ungefähr eine Sekunde oder etwas weniger, aber irgendwo in der Nähe.

Das bedeutet, dass das Aktionspotential unidirektional ist. Die Ionen können in beide Richtungen diffundieren, aber das Aktionspotential kann nur in eine Richtung gehen. Das gibt Ihnen eine Richtung Ihres Signals.

Und auch dort habe ich unbekümmert darauf hingewiesen, dass sich das Membranpotential dort umkehrt und zurücksetzt, wo zuvor das Aktionspotential aufgetreten ist. Und darüber werden wir gleich mehr sprechen. Hier hat sich also das Membranpotential zurückgesetzt.

Dies ist also ein theoretischer Spaziergang durch Aktionspotentiale. Und ich habe dir ein paar Handouts gegeben. Aber ich werde sie nicht durchgehen, weil Sie sie als Test oder als Übung nach dem Unterricht verwenden können, um zu sehen, wie viel Sie verstanden haben.

Eine der Eigenschaften der Leitfähigkeit entlang eines Axons ist, dass sie sehr schnell ist. Es dauert sehr kurze Zeit von der Berührung dieses heißen Dings bis zur Erkenntnis, dass man es berührt hat. Aber einer der Gründe, warum es so kurz ist, ist, dass Sie ein Aktionspotential nicht den ganzen Weg entlang eines Axons senden, wie wir es zeichnen.

Aufeinanderfolgende Teile der Membran depolarisieren nicht wirklich. Denn das ist zwar schneller als interzellulare Verbindungen, aber immer noch ziemlich langsam. Es gibt also einen Weg, wie sich eine Zelle, ein Axon selbst isoliert, um Ihnen Aktionspotentiale nur an bestimmten Stellen zu geben.Und das beschleunigt wirklich die Übertragungsrate eines Aktionspotentials.

Und das habe ich hier auf der Folie, und wir sind direkt auf dem Brett. Damit während der Depolarisation und nach und nach Ionen aus dem Axon austreten. Und dies verringert die Häufigkeit der Aktionspotentialbildung.

Und was Zellen tun, ist eine Art Kurzschluss – nein, es ist kein Kurzschluss, aber es ist ein schlechter elektrischer Draht. Und so hat sich die Zelle mit Schichten von Fettzellen isoliert. Und diese Zellen sind wirklich erstaunlich.

Die meisten Zellen, die die Neuronen im Nervensystem isolieren, wickeln sich wie in diesem Diagramm um die Neuronen. Sie können hier eine Zelle sehen. Und diese Linien sind, weil sich eine einzelne Zelle um das Neuron gewickelt hat. Sie wissen, dass die Plasmamembran Lipid ist. Es leitet keine Ionen, und so haben Sie wirklich eine fettige Isolationsschicht.

Und das Ding, das die Zellen isoliert, ist eine sogenannte Myelinscheide, die aus Lipid plus etwas Protein besteht. Aber es ist eine wirklich hydrophobe Schicht, die die Neuronen umhüllt und sie isoliert.

Entlang der isolierten Neuronen gibt es bestimmte Stellen, an denen keine Isolierung vorhanden ist. Und hier finden Aktionspotentiale statt. Aktionspotentiale finden also beim Nicken ohne Myelin statt.

Und auf diese Weise beschleunigen Neuronen ihre Leitfähigkeit wirklich. Und so habe ich hier die Aktionspotentialfrequenz angegeben, aber das stimmt eigentlich nicht. Ich werde über die Übertragungsrate sprechen.

Wie passt das alles zusammen? Schauen wir uns einen Film an, in dem hier das Neuron ist und hier das Axon, das ein Aktionspotential entlang seiner Länge überträgt. Und hier ist eine andere Art, das Aktionspotential als Spannungs-Zeit-Diagramm darzustellen. Und das ist etwas, das Sie im Abschnitt üben werden.

Aber ich möchte, dass Sie sehen, dass sich ein Aktionspotential entlang des Axons bewegt. Und das Axon kann viele, viele Aktionspotentiale nacheinander mit einer kurzen Erholungsphase dazwischen übertragen.

Die Frage, wie Aktionspotentiale funktionieren, haben wir noch nicht ganz beantwortet. Und die Antwort darauf ist, Ionenkanäle und Pumpen in Betracht zu ziehen, denn all diese Ladungsverteilung geschieht nicht einfach. Es wird von der Zelle aufgebaut, und es wird von Ionenkanälen und Pumpen aufgebaut, was wir Membranpotential regulieren schreiben können.

Sehen wir uns kurz an, was Ionenkanäle und Pumpen sind. Wir haben viel über sie gesprochen. Aber Sie müssen einige Essenzen für dieses spezielle Modul kennen.

Ionenkanäle lassen Ionen durch Diffusion durch die Membran hindurch. Hier ist also ein Ionenkanal. Und ich zeichne einen Kanal, der offen ist. Und die Ionen bewegen sich durch Diffusion über den Kanal.

Es gibt aber auch andere Klassen von Ionenkanälen, die nicht immer offen sind. Sie werden als gated bezeichnet. Und wir haben über sie gesprochen, als wir über Proteinsekretion und Proteinlokalisierung sprachen.

So können gegatterte Kanäle unter einem bestimmten Stimulus geschlossen werden und dann zur offenen Bestätigung wechseln, nachdem ihnen der entsprechende Stimulus gegeben wurde. Hier gibt es also eine Art Stimulus. Und ein Kanal, der mit einem Gate versehen ist, wird geöffnet.

Eine dritte Möglichkeit, Ionen durch die Membran zu bringen, besteht darin, eine Pumpe zu verwenden, wobei eine Pumpe ebenfalls in der Plasmamembran lokalisiert ist. Aber anstelle eines diffusionsgesteuerten Prozesses, um Ionen durch die Membran zu bringen, bewegt die Pumpe aktiv Ionen durch die Membran.

Ionenpumpen transportieren also aktiv Ionen. Und sie benötigen dazu in der Regel Energie, ATP. Und all diese Dinge sind essentiell, um das Membranpotential einzustellen und während der Aktionspotentialbildung zu verändern.

Wenn wir das Ruhepotential betrachten, lassen Sie mich sehen, was ich hier auf den Folien habe. Das ist eine wirklich coole Sache. Okay, lass mich unsere Vorstandsarbeit erledigen, und dann machen wir nach oder am Montag, was wirklich cool ist.

Um das Ruhepotential aufzubauen, gibt es verschiedene Arten von Kanälen und Pumpen, die Sie beachten müssen. Eine von ihnen – die ein großes Problem ist und für die vor einigen Jahrzehnten ein Nobelpreis verliehen wurde – heißt die Natrium-Kalium-Pumpe. Und das ist wirklich eine große Sache. Es wird auch als Natrium-Kalium-ATPase bezeichnet. Und was es tut, ist, drei Natriumionen aus der Zelle zu pumpen und zwei Kaliumionen in die Zelle zu bringen. Und das ist eine enorm wichtige Pumpe fürs Leben. Und Sie können sehen, was es bewirkt, dass die Natriumkonzentration außerhalb der Zelle erhöht und die Kaliumkonzentration im Inneren erhöht wird.

Es gibt auch einen sogenannten offenen Kaliumkanal, der es ermöglicht, dass all dieses Kalium, das von der Natrium-Kalium-Pumpe eingepumpt wird, aus der Zelle diffundiert. Aber in Wirklichkeit verbreitet sich nicht alles. Denn es trifft außen auf die positiven Ladungen der Natriumionen und es kommt zu einer elektrostatischen Abstoßung.

Und das begrenzt die Kaliummenge – bis Montag kann ich entweder bis Montag sprechen oder ich habe meine Stimme vollständig verloren. Sie haben die Möglichkeit. So lässt der offene Kaliumkanal Kalium durch Diffusion aus, bis es durch elektrostatische Kräfte, die von den Natriumionen ausgehen, abgestoßen oder gestoppt wird. Und dann ist ein drittes offenes Ion, ein offener Ionenkanal, der Chloridkanal, über den wir jetzt nicht sprechen.

Während des Aktionspotentials gibt es einen enorm wichtigen Ionenkanal, den ich heute als letztes erwähnen werde. Und das nennt man den spannungsgesteuerten Natriumkanal. Dies ist ein Ionenkanal, der wie viele Ionenkanäle aus einem Komplex von Proteinen besteht. Das notieren wir uns, das notiere ich mir das nächste Mal.

Der spannungsgesteuerte Natriumkanal reagiert jedoch empfindlich auf das Membranpotential. Und wenn das Schwellenpotential erreicht ist, ändert sich die Bestätigung dieses Kanals, der normalerweise bei ruhendem Inhalt geschlossen ist, aber beim Schwellenpotential geöffnet wird, um zum Aktionspotential zu führen. Und es öffnet sich tatsächlich durch das Gleiten einer der Alpha-Helices, aus denen die Proteine ​​des Kanals bestehen. Und die gleitenden Alpha-Helices gleiten, weil sich ihre Ladungen ändern, die Ladungen der Aminosäuren ändern sich. Und das öffnet den Kanal.

Ich zeige Ihnen also ein Bild des letzten Natriumkanals, des spannungsgesteuerten Natriumkanals. Hier ist es. Und dann werden wir fertig.

Schauen Sie sich das schnell an. Hier ist der spannungsgesteuerte Natriumkanal geschlossen. Aminosäuren verstopfen die Pore. Und da öffnet es sich, um die Ionen hereinzulassen. Und das werden wir am Montag beenden.


Hohe Temperaturen erhöhen die Fließfähigkeit

Zellen funktionieren am besten bei normaler physiologischer Temperatur, die bei warmblütigen Tieren wie dem Menschen 98,6 Grad Fahrenheit beträgt. Steigt die Körpertemperatur, zum Beispiel bei hohem Fieber, kann die Zellmembran flüssiger werden. Dies geschieht, wenn die Fettsäureschwänze der Phospholipide weniger starr werden und mehr Proteine ​​und andere Moleküle in und durch die Membran bewegen können. Dies kann die Durchlässigkeit der Zelle verändern, wodurch möglicherweise einige potenziell schädliche Moleküle eindringen können. Sowohl integrale als auch periphere Proteine ​​in der Membran können auch durch hohe Temperaturen geschädigt werden, und bei extremer Hitze kann die Hitze dazu führen, dass diese Proteine ​​abgebaut oder denaturiert werden.


Elektrochemische Gradienten

Einfache Konzentrationsgradienten sind unterschiedliche Konzentrationen einer Substanz über einen Raum oder eine Membran, aber in lebenden Systemen sind Gradienten komplexer. Da sich Ionen in und aus Zellen bewegen und weil Zellen Proteine ​​enthalten, die sich nicht durch die Membran bewegen und meist negativ geladen sind, gibt es auch einen elektrischen Gradienten, einen Ladungsunterschied, über die Plasmamembran. Das Innere lebender Zellen ist gegenüber der extrazellulären Flüssigkeit, in der sie gebadet sind, elektrisch negativ. Gleichzeitig weisen Zellen höhere Kaliumkonzentrationen (K + ) und niedrigere Natriumkonzentrationen (Na + ) auf als die extrazelluläre Flüssigkeit. In einer lebenden Zelle tendiert der Konzentrationsgradient von Na + dazu, es in die Zelle zu treiben, und der elektrische Gradient von Na + (ein positives Ion) neigt auch dazu, es nach innen in das negativ geladene Innere zu treiben. Bei anderen Elementen wie Kalium ist die Situation jedoch komplexer. Der elektrische Gradient von K + , ein positives Ion, neigt auch dazu, es in die Zelle zu treiben, aber der Konzentrationsgradient von K + neigt dazu, K + aus der Zelle zu treiben. Der kombinierte Gradient aus Konzentration und elektrischer Ladung, der ein Ion beeinflusst, wird als elektrochemischer Gradient bezeichnet.

Abbildung (PageIndex<1>): Elektrochemischer Gradient: Elektrochemische Gradienten entstehen aus der kombinierten Wirkung von Konzentrationsgradienten und elektrischen Gradienten.


Mit welcher Geschwindigkeit treten Ionen aus einem Plasmamembransegment aus, das keine Ionenkanäle hat? - Biologie

C2006/F2402 '09 ÜBERSICHT ZU VORTRAG #5 Letzte Aktualisierung 02.03.09 09:18

(c) 2009 Dr. Deborah Mowshowitz, Columbia University, New York, NY


I. Messung des Transports kleiner Moleküle
-- Überprüfung der Grundlagen

A. Sie benötigen einen geeigneten Versuchsaufbau. Eine gängige Methode: die Verwendung von RBC-Geistern, wie beim letzten Mal vorgestellt.

Bringe Geister in Lösung mit einer gewissen Konzentration von X
CÖ = Konzentration außen = [X]aus = ein fester Wert zum Starten
Cich = Konzentration im Inneren = [X]in normalerweise = 0 zum Starten.
Sie messen Cich als Funktion der Zeit.
Sie wiederholen mit unterschiedlichen Startwerten von CÖ.

B. Messungen der Aufnahme erzeugen zwei Arten von Kurven – siehe Handout 4C

1. Kurve #1. Sie messen Cich = [X]in als Funktion der Zeit, um die anfängliche Transportgeschwindigkeit und die Gleichgewichtswerte von X innen und außen zu erhalten.

2. Kurve #2. Sie messen die anfängliche Transportgeschwindigkeit als Funktion des Startwerts von CÖ = [X]aus

C . Kurve # 1 -- Aufnahme von X vs. Zeit: Maß [X]in zu ansteigenden Zeiten bei einer gewissen (äußeren, im Wesentlichen festen) Konzentration von X Plot Konz. von X innen vs. Zeit. Dadurch können Sie aktiven und passiven Transport unterscheiden.

1. Für den aktiven Transport von neutralen Molekülen, [X]in im Gleichgewicht überschreitet [X]aus.

2. Für passiven Transport von neutralen Molekülen, [X]in im Gleichgewicht gleich [X]aus.

(Wenn X aufgeladen ist, ist die Situation komplizierter, wie unten erklärt.)

Frage: Wenn Sie die Aufnahme ein zweites Mal mit einer höheren X-Konzentration messen, wird die Steigung von Kurve Nr. 1 dieselbe sein? Wird es auf den gleichen Wert einpendeln?

D. Kurve #2 – Aufnahme von X vs. Konzentration: Messen Sie die anfängliche Aufnahmegeschwindigkeit von X (aus Kurve Nr. 1) bei unterschiedlichen Konzentrationen von zugesetztem (außerhalb) X Zeichnen Sie die Aufnahmegeschwindigkeit gegen die anfängliche Konzentration von [X]aus. Siehe Handout oder Sadava 5.15 (5.11) oder Becker Abb. 8-6. Auf diese Weise können Sie herausfinden, welche Art von Protein (falls vorhanden) am Transport beteiligt ist.

1. Wenn ein enzymähnliches Protein (Träger oder Pumpe) beteiligt ist beim Transport wird die Kurve hyperbolisch sein – Träger- oder Pumpenprotein wird bei hohem [X] gesättigt, genau wie ein Enzym es tut. Wieso den? Wenn [X] hoch genug ist, sind alle Proteinmoleküle "beschäftigt" oder beschäftigt und der Transport erreicht ein Maximum. Wert. Das Hinzufügen von mehr X erhöht die Transportrate nicht. (Gleich wie das Erreichen von Vmax mit einer V vs [S]-Kurve für ein Enzym.)

2. Wenn kein Protein oder ein kanalähnliches Protein , am Transport beteiligt ist, verläuft die Kurve linear (bei physiologischen, das heißt vernünftigen Konzentrationen von X.). Es gibt kein zeitaufwendiges Ereignis wie die Bindung von X oder eine größere Konformationsänderung im Protein, die die Reaktionsgeschwindigkeit bei hohem [X] begrenzt.

Hinweis: für einen Kanal die Kurve Wille sättigen bei extrem hohen X-Werten. Diese Sättigungsniveaus werden in der Praxis normalerweise nicht erreicht.

E. Kurve #1 vs. Kurve #2. Für beide Kurven betrachten Sie die Reaktion Xaus ↔ Xin. Was ist also der große Unterschied?

1. In Kurve #1 , sehen Sie, wie die Konzentration von Xin variiert mit Zeit (ausgehend von einer festen Konzentration von Xaus, und kein X drin.). Dieselbe Idee wie das Auftragen von gebildetem (oder verbrauchtem S) gegen die Zeit für eine enzymkatalysierte Reaktion.

A. (Anfangs-) Steigung der Kurve = Bewertung der Aufnahme (mit Zeit als Variable).

B. Plateauwert = Ertrag = Endwert von [X]in wenn Kurve Nr. 1 abflacht.

C. Beachten Sie, dass Kurve 1 IMMER abflacht.

2. In Kurve #2 , du siehst, wie die Bewertung der Aufnahme (Fluss) -- anfängliche Steigung der Kurve Nr. 1 -- variiert für unterschiedlich Ausgangskonzentrationen von [X]aus. Dieselbe Idee wie beim Auftragen von V gegen S für eine enzymkatalysierte Reaktion.

A. (Anfangs-) Steigung der Kurve = Bewertung der Aufnahme (mit [X]aus als Variable).

B. Diese Kurve flacht nur ab, wenn ein Protein an X binden und/oder die Konformation signifikant ändern muss, um X zu bewegen.


II. Kinetik und Eigenschaften jeder Transportart – Wie man die Fälle unterscheidet.

Alle unten aufgeführten Fälle beziehen sich auf die Reaktion [X]in ↔ [X]aus. Alle wichtigen Features sind in der Tabelle auf Handout 4C zusammengefasst.

A. Einfache Diffusion (Fall 1)

1. Kurve #1 (Konzentration der Substanz X im Inneren aufgetragen gegen die Zeit) Plateaus bei [X]in = [X]aus.

2. Kurve #2 (Aufnahmerate von X aufgetragen gegen die Konzentration von X, das außerhalb hinzugefügt wurde) sättigt nicht.

3. Energie:

A. Umkehrbarkeit: Rxn ( X in ↔ X aus) ist streng reversibel.

B. Keq = 1 Änderung der freien Standardenergie (ΔG o ) = 0 bei Equil. [X]in = [X]aus

C. ΔG. Die tatsächliche Änderung der freien Energie ( ΔG) und die Transportrichtung hängen von der Konzentration von X ab. Wenn [X] außerhalb höher ist, geht X hinein und umgekehrt.

4. Bedeutung . Wird von Steroidhormonen, einigen kleinen Molekülen, Gasen verwendet. Nur sehr kleine oder unpolare Dinge können diesen Mechanismus nutzen, um Membranen zu durchqueren. Materialien (normalerweise kleine Moleküle) können in Kapillaren diffundieren, indem sie durch die Flüssigkeit in den Zwischenräumen diffundieren zwischen die Zellen. (Die die Kapillaren umgebenden Zellen haben keine Tight Junctions, außer im Gehirn.)

B. Trägervermittelter Transport = erleichterte Diffusion unter Verwendung eines Trägerproteins (Fall 3). Beachten Sie, dass wir Fall 2 zurückstellen.

1. Kurve #1 wie oben (Fall 1)

2. Kurve #2 sättigt. Siehe Becker Abb. 8-6, oder Sadava-Abb. 5.12 (5.11)

3. Mechanismus: Träger wirkt wie Enzym oder Permease, mit Vmax, Km usw. Siehe Becker Abb. 8-8.

Träger kann als Enzym angesehen werden, das katalysiert:

xaus ↔ Xin

Der Träger ist spezifisch, genau wie ein Enzym. Katalysiert nur die Bewegung von X und eng verwandten Verbindungen.

4. Energie wie oben (Fall 1) -- die Substanz fließt entlang ihres Gradienten, sodass der Transport reversibel ist, abhängig von den relativen Konzentrationen hinein und heraus.

5. Verordnung: Die Aktivität von Transportproteinen kann auf mindestens 3 Arten reguliert werden -- Verfahren a-c unten. Die Methoden a und b sind bei vielen Proteinen üblich und werden hier hauptsächlich zum Vergleich aufgeführt (mehr Details an anderer Stelle). Methode c ist für Transmembranproteine ​​einzigartig.

A. allosterisches Feedback -- Hemmung/Aktivierung von Trägerproteinen

B. kovalente Modifikation (reversibel) der Trägerproteine ​​-- übliche Modifikationen sind

(1). Phosphorylierung – Addition von Phosphatgruppen – katalysiert durch Kinasen.

Kinasen katalysieren: X + ATP → X-P + ADP

(2). Dephosphorylierung – Entfernung von Phosphatgruppen – katalysiert durch Phosphatasen.

Phosphatasen katalysieren: X-P + H2O → X + Pich

P (fett) = an das Molekül gebundene Phosphatgruppe
Pich = anorganische Phosphatgruppe (in Lösung)

(3). Reaktionen von Phosphatasen und Kinasen sind im Allgemeinen irreversibel. Die kovalenten Modifikationen der Trägerproteine ​​sind jedoch reversibel – durch die Verwendung beider Enzymtypen.

C. Entfernen/Einsetzen des Trägers in Membranen .

(1). Neu hergestellte Membranproteine ​​werden durch einen später zu diskutierenden Mechanismus in die Membran eines Vesikels eingefügt.

(2). Vesikel können mit Plasmamembran fusionieren Prozess ist reversibel.

(ein). Die Fusion des Vesikels mit der Plasmamembran fügt Transportprotein in die Plasmamembran ein, wo es den Transport fördern kann.

(B). Das Knospen (Endozytose) eines Vesikels zurück in das Zytoplasma entfernt das Transportprotein und stoppt den Transport.

(3). Einige Kanäle und/oder Trägerproteine ​​werden auf diese Weise reguliert – Kanal- oder Trägerproteine ​​können als Reaktion auf die entsprechenden hormonellen Signale in die Membran eingefügt (oder entfernt) werden. Beispiele --

(ein). GLUT4 – der insulinsensitive Glukosetransporter. Insulin fördert die Insertion des Transporters in die Plasmamembran einiger Zellen und ermöglicht so eine erhöhte Glukoseaufnahme. Details beim nächsten Mal.

(B). Wasserkanäle (Aquaporine) in Nierenzellen. Das Hormon ADH (anti-diuretisches Hormon) fördert den Einbau der Kanäle in die Plasmamembran. Daher wird Wasser zurückgewonnen, nicht verloren. Mehr Details, wenn wir zur Niere kommen.

Anmerkungen: (1). In dieser Diskussion geht es um die Regulierung der Aktivität von bereits existierenden Proteinmolekülen. Regulierung der betragen von Protein durch Anpassen der Synthese-, Abbaugeschwindigkeiten usw. wird später diskutiert.
(2). Methode c gilt für die Fälle 2 und 3. Könnte für die Fälle 4 und 5 gelten, aber mir sind keine Beispiele bekannt.

Um zu sehen, wie Sie die Aufnahme analysieren, versuchen Sie Problem 2-1. Um alles bisher zusammenzufassen, versuchen Sie 2-4.

C. Aktiver Transport (Fälle 4 und 5)

1. Was ist gleich? Kurve #2 gesättigt wie im vorherigen Fall.

2. Was ist anders? Kurve #1 : Wenn es Plateaus erreicht, [X]in größer als [X]aus -- weil die Bewegung der Substanz mit einer anderen Energie freisetzenden Reaktion verbunden ist. (Dies setzt voraus, dass wir der Reaktion Xaus →X in).

3. Mechanismus -- Ein enzymähnliches Transportprotein ist wie im vorherigen Fall beteiligt.

A. X bewegt sich seinen Gradienten nach oben. Protein fungiert als Transporter oder Pumpe und katalysiert die Bewegung von X hoch seine Steigung. Daher muss die Transporteraktion direkt oder indirekt durch den Abbau von ATP angetrieben werden.

B. Der primäre aktive Transport beinhaltet die Bewegung von Kationen. (Aber siehe ABC-Transporter weiter unten.) Der Gradient von Kationen kann dann verwendet werden, um Arbeit zu verrichten, wie zum Beispiel den sekundären aktiven Transport.

4. Energiebeziehungen:

A. Umkehrbarkeit: Die Reaktion ist nicht ohne weiteres reversibel. X wird praktisch immer in die gleiche Richtung transportiert (die für einen bestimmten aktiven Transporter entweder ein- oder ausgeht).

B. Keq nicht = 1 und freie Standardenergie ( ΔG o ) nicht = null. Bei gleich. [X]in ist ungleich [X]aus

C. Kupplung: Die Gesamtreaktion hat normalerweise ein großes, negatives Δ G o (& Δ G), weil in Gesamtreaktion, Transport von X (bergauf, entgegen der Steigung) ist mit einer sehr bergab-Reaktion gekoppelt. Die Abfahrtsreaktion ist entweder

(1). Aufspaltung von ATP (im primären aktiven Transport) oder

(2). Laufen eines Ions (sagen wir Y) entlang seines Gradienten(im sekundären aktiven Transport).

5. Sekundärer (indirekter) aktiver Transport -- Wie passt ATP dazu? Der Prozess erfolgt in 2 Schritten:

A. Schritt 1. Vorbereitungsphase: Die Aufspaltung von ATP erzeugt einen Gradienten eines Ions (sagen wir Y), normalerweise eines Kations (Na + oder H + ).

B. Schritt 2. Sekundärer aktiver Transport: Y läuft Nieder seinen Gradienten, und die erhaltene Energie wird verwendet, um X . anzutreiben hoch seine Steigung. Siehe Becker Abb. 8-10.

C. Gesamt: Schritt (1) ist primär aktiver Transport Schritt (2) ist sekundär und kann (in Abwesenheit von ATP) fortgesetzt werden, bis der Y-Gradient abgebaut ist. Beachten Sie, dass Schritt (1) ohne ATP überhaupt nicht ausgeführt werden kann, aber Schritt (2) kann ohne ATP (für eine Weile) fortgesetzt werden.

Versuchen Sie Problem 2-2 und 2-10.

6. Einige Beispiele und mögliche Mechanismen (Modelle werden weiter unten besprochen). Klicken Sie auf die Links für Animationen.

Art des aktiven Transports

1. Kurve #1

A. Sehr hohe Transportrate -- Anfangssteigung von Kurve Nr. 1 sehr steil.

B. Transport ist passiv

(1). Wenn X neutral ist, die einzige Kraft, die X durch den Kanal treibt, ist die Konzentration von X.

(2). Wenn X aufgeladen wird (ein Ion) müssen neben der Konzentration auch die elektrischen Kräfte berücksichtigt werden. (Details dazu unten.)

(3). Zusammenfassend, Kurve #1 Plateaus mit [X]in = [X]aus nur wenn X ist neutral oder es liegt kein elektrisches Potenzial vor.

2. Kurve #2 : Form wie einfache Diffusion (linear, keine Sättigung) bei physiologisch Konzentrationen. Kurvenplateaus nur bei außergewöhnlich hohen Konzentrationen, wir gehen also von keiner Sättigung aus.

3. Gating/Regulierung

A. Die meisten Kanäle sind gated = % der Zeit, die ein bestimmter Kanal/ein bestimmtes Tor geöffnet ist, wird gesteuert (aber jedes einzelne Tor ist entweder ganz geöffnet oder geschlossen).

(1). Liganden gated-- öffnet oder schließt sich als Reaktion auf Liganden (= Chemikalien, die an die diskutierte Substanz binden). Typische Substanzen, die Liganden-gesteuerte Kanäle öffnen, sind Hormone, Neurotransmitter usw. Für ein Bild siehe Sadava Abb. 5-10 (5.9).

(2). Spannungsgesteuert -- öffnet oder schließt als Reaktion auf Spannungsänderungen. Ermöglicht die Übertragung von elektrischen Signalen wie in Muskeln und Nerven -- siehe Becker-Feigen. 13-8 & 13-9.

(3). Mechanisch geschlossen -- öffnet oder schließt als Reaktion auf Druck. Wichtig in Berührung, Hören und Gleichgewicht.

B. Andere Regulierungsmittel -- einige Kanäle werden durch Einfügen in die Membran oder Entfernen von der Membran reguliert, wie oben für Aquaporine in der Niere erklärt.

C. Einige Kanäle sind die ganze Zeit geöffnet (ungatiert) Ein Beispiel = K + Leckkanäle. Diese ermöglichen, dass ein wenig K + Zellen verlässt oder aus den Zellen "austritt", wodurch Zellen eine leichte negative Gesamtladung aufweisen. Dies ist entscheidend für die Weiterleitung von Impulsen durch Nerven und Muskeln, wie später im Detail erklärt wird. Warum lassen Leckkanäle nur "wenig" K + zu? Warum ist die Konzentration von K + auf beiden Seiten der Membran nicht gleich? Siehe unten.

4. Kurve Nr. 1 für Ionen. Die meisten Kanäle sind Ionenkanäle – transportieren geladene Teilchen, keine neutralen Moleküle. Dies wirft neue energetische Überlegungen auf:

A. Verantwortliche Rolle: Wenn X geladen ist, müssen sowohl der chemische Gradient als auch die Spannung (Ladungsgradient oder elektrisches Potenzial) berücksichtigt werden. Konzentration und Amperespannung können beide Ionen auf die gleiche Weise "drücken" oder in entgegengesetzte Richtungen drücken.

B. Ergebnis der Gebühr: Keq hier normalerweise nicht gleich 1 -- Kurve #1 Plateaus, wenn chemischer Gradient und Spannung ausgeglichen sind (nicht unbedingt bei [X]aus = [X]in). Beispiel: K + Ionen hören auf, aus der Zelle zu entweichen, und Sie erreichen ein Gleichgewicht für K +, wenn die Ladungsdifferenz über die Zellmembran (die K + nach innen drückt) die Konzentrationsdifferenz über die Membran (die K + nach außen drückt) ausgleicht.

5. Mechanismus.

A. Hohe Kapazität: Mangelnde Sättigung und hohe Transportgeschwindigkeit weisen darauf hin, dass max. Die Kanalkapazität ist sehr groß und nicht leicht zu erreichen. Es wird angenommen, dass dies auf eine oder beide der folgenden Ursachen zurückzuführen ist:

(1). Die Bindung des Ions an das Kanalprotein ist schwach (Km >> 1) und/oder

(2). Es ist keine größere Konformationsänderung des Kanalproteins erforderlich, damit das Ion passieren kann.

B. Besonderheit: Kanäle sind sehr spezifisch – jeder Kanal transportiert nur eine oder eine sehr kleine Anzahl verwandter Substanzen.

C. Ein Modell (zu Ihrer Information). Wie lässt sich die Kombination aus hoher Geschwindigkeit (& Kapazität) und hoher Spezifität erklären? Der Mechanismus der Spezifität wurde kürzlich für einen Kanal herausgefunden. Für Bilder siehe Sadava Abb. 5.11 (5.10) & Becker Abb. 13-8 & 13-9. Weitere Informationen finden Sie unter Nobelpreis für Chemie 2003 oder ein Interview mit Rod MacKinnon über den Kanal. Dies ist ein aktuelles heißes Thema der Forschung und kann erneut diskutiert werden, wenn wir zur Nervenfunktion kommen.

Siehe Sadava-Abb. 44,6 (44,5) zum Vergleich von Ionenpumpen und Ionenkanälen Becker p. 199 (203) zum Vergleich von Träger- und Kanalproteinen.

6. Terminologie. (Erinnerung vom letzten Mal)

A. Erleichterte Diffusion? Die Diffusion durch einen Kanal wird gewöhnlich als "erleichterte Diffusion" bezeichnet, weil ein Protein (als "Erleichterer" zur Bildung des Kanals) für den Transport durch die Membran benötigt wird. (Wie in Ihren Texten und auf Handout 4B.)

B. Einfache Diffusion? Die Diffusion durch einen Kanal wird manchmal auch als "einfache Diffusion" bezeichnet, da die Transportgeschwindigkeit als Funktion von [X] im Allgemeinen linear ist, wie bei der einfachen Diffusion für physiologische Konzentrationen von X. (Siehe oben und Handout 4C, Fall 2.) Mit anderen Worten, die Kinetik der Passage durch einen Kanal ist linear (bei physiologischen Konzentrationen von X), wie die einfache Diffusion – nicht hyperbolisch, wie beim trägervermittelten Transport oder bei standardmäßigen enzymkatalysierten Reaktionen.

C. Bessere Terminologie: Aus Gründen der Klarheit wird der Transport durch einen Kanal daher oft als "kanalvermittelte Diffusion" oder "erleichterte Diffusion durch einen Kanal" bezeichnet

Sehen Aufgabe 2-6, A. Können Sie den Transport durch einen Kanal ausschließen? (Bei diesem Problem 'erleichterte Diffusion' = 'Träger-vermittelter Transport'.)

III. Aktiver Transport – Wie funktioniert das? Links zu Animationen und Verweise auf Bilder in Texten finden Sie oben.

1. Ein Beispiel für primären aktiven Transport: Na + /K + -Pumpe in allen eukaryontischen Zellen (siehe Handout 5B).

A. Pumpe/Enzym hat 2 Hauptformen: man steht in (E1), man schaut nach außen (E2).

B. Formen haben unterschiedliche Affinitäten für K + und Na + . (Siehe Handzettel)

C . Rolle der Phosphorylierung: Zugabe/Entfernung von Phosphat schaltet die Pumpe von einer Form in die andere um.

D. Rolle von Kinase- und Phosphataseaktivitäten der Pumpe

(1). Dies ist ein Beispiel für die Verwendung von Kinasen und Phosphatasen (zur Zugabe/Entfernung von Phosphaten), um die Proteinaktivität durch reversible kovalente Modifikation zu regulieren.

(2). Ergebnis der Enzymwirkung in diesem Fall:

Kinase-Aktivität (katalysiert die Phosphorylierung) schaltet die Pumpe "aus" (E1 → E2)

Phosphatase-Aktivität (katalysiert die Entfernung von Phosphat) dreht die Pumpe um "in (E2 → E1)

e. Rolle der Ionenbindung: aktiviert entsprechendes Enzym, Kinase oder Phosphatase

F . Ort der Enzyme: Kinase und Phosphatase sind Teil der Pumpe selbst. Proteine ​​nicht trennen.

E1 → E2: Bindung von Na + im Inneren aktiviert Kinase. Kinase-Phosphorylat-Pumpe. Flips pump out, entleert Na + , nimmt K + auf.

E2 → E1: Bindung von K + an der Außenseite aktiviert Phosphatase. Phosphatase-Dephosphorylat-Pumpe. Schaltet Pumpe ein, gibt K + ab, nimmt Na + auf.

g. Stöchiometrie: 3 Na + aus pro 2 K + ein pro ATP hydrolysiert. Ein Teil der Ladungsdifferenz wird durch Anionentransport ausgeglichen. Die Zellen sind innen relativ zu außen negativ, aber der größte Teil des Ladungsungleichgewichts ist NICHT auf die Pumpe zurückzuführen. (Das meiste Ladungsungleichgewicht ist auf K + -Leckkanäle zurückzuführen, wie oben erläutert.)

h. Reversibilität -- diese Pumpe ist reversibel in dem Sinne, dass alle Reaktionen reversibel sind: Hohe Na + - und K + -Gradienten können verwendet werden, um ATP aus ADP und P . herzustellenich , obwohl das nie passiert in vivo (siehe 4 unten). Wie auch immer es ist irreversibel , dass ATP nicht zum Einpumpen von Na + und K + verwendet werden kann. Es kann nur zum Pumpen von K + und Na + verwendet werden. (Im Gegensatz zur Situation beim Na + /Glucose-Cotransport.)

2. Ein Beispiel für sekundären aktiven Transport: Na + /Glucose-Co-Transport

A. Transporterprotein hat 2 Formen mit unterschiedlichen Affinitäten für Glukose. Beide Formen können nach innen oder außen gerichtet sein.

B. Rolle von Na + : Die Bindung von Na + wechselt das Protein von einer Form in die andere und verändert die Affinität zu Glucose.

C. Konformationsänderung: Die Bindung sowohl von Glucose als auch von Na + dreht wahrscheinlich Protein um, so dass es in die "andere" Weise zeigt, Verlust von sowohl Glukose als auch Na + macht dasselbe - dreht Protein um, so dass es in die "andere" Richtung weist.

D. Richtung des Glukosetransports und Bidirektionalität: Jede Form (mit oder ohne Na + ) kann nach innen oder außen gerichtet sein. Daher ist diese Pumpe reversibel in dem Sinne, dass Na + theoretisch verwendet werden kann, um Glukose in oder aus einer Zelle zu pumpen. In normalen Zellen geht Glukose jedoch immer, wenn dieses Protein verwendet wird hinein die Zelle mit Na + . Wieso den? (Denken Sie an einen Mechanismus, nicht an eine Begründung.)

B. Andere Merkmale des aktiven Transports (als Referenz)

1. ABC-Transporter

A. Große Super-Transporterfamilie. Nicht nur Kationen, sondern auch eine Vielzahl von Stoffen können transportiert werden. Unterschiedliche Proteine ​​transportieren unterschiedliche Stoffklassen. Alle ABC-Transporter sind ähnlich aufgebaut.

B. Art des primären aktiven Verkehrs. ATP bindet an eine zytoplasmatische Proteindomäne namens an EINTP Binding Cvermögen. Die ATP-Hydrolyse treibt die Bewegung der transportierten Substanz an.

C. Beispiele:

(1). MDR-Protein = Protein mit multipler Arzneimittelresistenz. Pumpt viele verschiedene hydrophobe Medikamente aus den Zellen und führt zu einer mangelnden Reaktion auf viele Krebsbehandlungen. Erster eukaryotischer ABC-Transporter entdeckt.

(2). CFTR: Bei Mukoviszidose defektes Protein (CFTR) gehört zur gleichen Superfamilie wie ABC-Transporter und hat eine ähnliche Struktur, wirkt aber als Kanal (für Cl – ), nicht als Transporter. ATP öffnet und schließt wahrscheinlich den Kanal. Siehe Becker-Box 8B.

(3). Einige Flippasen – Transporter, die bestimmte Lipide von der P- (oder zytoplasmatischen) Seite zur E- (oder Lumen-) Seite der Zellmembranen bewegen.

Zur Info: Becker nennt alle Transporterproteine, die dabei helfen, Lipide durch die Membran zu bewegen, „Flippasen“. Andere Bücher verwenden eine andere Terminologie, um verschiedene Arten von Transportern zu unterscheiden.

2. Sind Pumpen reversibel?

A. Theoretisch sind alle Pumpen (wie Na + /K + Pumpe) reversibel -- eine Pumpe kann ATP abbauen und die Energie verwenden, um Ionen ihren Gradienten hinaufzutreiben, oder (wenn der Ionengradient groß genug ist), können Ionen, die ihren Gradienten herunterlaufen, genügend freie Energie liefern, um die Phosphorylierung von ADP zu ATP voranzutreiben. Daher werden Proteine, die den aktiven Transport katalysieren, manchmal als "ATPasen" oder Pumpen bezeichnet, unabhängig davon, ob ihre normale Funktion darin besteht, ATP zu hydrolysieren oder ATP zu synthetisieren.

B. Praktisch gesehen befinden sich die meisten Pumpen in den Zellen unidirektional. Die meisten (aber nicht alle) einzelnen "Pump"-Proteine ​​funktionieren in Zellen nur in eine Richtung, da die Standard-Freie Energie für die "übliche" Richtung sehr negativ ist. Daher sind sehr hohe Produktkonzentrationen (sehr hohe ATP- oder sehr hohe Ionenkonzentrationen, je nach Reaktion) erforderlich, um die Reaktion in die "umgekehrte" Richtung zu treiben. Die zur Umkehrung der Reaktion notwendigen Konzentrationen werden in Zellen nicht erreicht, können aber in Reagenzgläsern erreicht werden (durch Zugabe von ATP, Einstellung von Ionengradienten etc.). So in vitro (in Reagenzgläsern), aber nicht in vivo (in lebenden Zellen) können Sie die Pumpen in beide Richtungen laufen lassen. Zwei Beispiele für wichtige Pumpen, die reversibel sind (in vitro), aber normalerweise in eine Richtung laufen (in vivo):

(1). In den inneren Membranen von Mitochondrien und Chloroplasten wird chemische oder Lichtenergie über den Elektronentransport verwendet, um einen Protonengradienten aufzubauen, der dann die Phosphorylierung von ATP antreibt. Diese Systeme agieren also fast immer zu ATP machen während Ionen laufen Nieder ihre Steigung. (In den beiden Organellen werden unterschiedliche Proteine ​​verwendet.)

(2). Die Na + /K + -Pumpe in der Plasmamembran fast immer verbraucht ATP -- dieses System treibt Ionen an hoch ihre Gradienten auf Kosten von ATP.

Weitere Beispiele finden Sie in Becker-Tabelle 8-3.

Versuchen Sie nun die Probleme 2-3 und 2-5.

NS. Alle Transportmethoden für kleine Moleküle zusammenführen oder was nützt das alles?

A. Wie Glukose aus dem Lumen des Darms → Muskel- und Fettzellen kommt. Ein Beispiel für den Einsatz der verschiedenen Verkehrsmittel. (Handout 5A) Schritte im Prozess:

1. Wie Glukose das Lumen verlässt. Glucose durchquert die apikale Oberfläche von Epithelzellen hauptsächlich durch Na + /Glucose-Cotransport. (2 o Akt. Transport)

2. Rolle der Na+/K+-Pumpe. Die Pumpe in der basolateralen (BL) Oberfläche hält Na + in der Zelle niedrig, so dass der Na + -Gradient den Eintritt von Na + begünstigt. (1 o Akt. Transport)

3. Wie Glukose Epithelzellen verlässt. Glucose (mit Ausnahme derjenigen, die für den Metabolismus von Epithelzellen verwendet wird) verlässt die BL-Oberfläche der Zelle (und tritt in die interstitielle Flüssigkeit ein) durch erleichterte Diffusion = Träger-vermittelter Transport. (Interst. Flüssigkeit = Flüssigkeit zwischen Körperzellen.)

4. Wie Glukose in die Kapillaren eindringt und diese verlässt -- durch einfache Diffusion durch Räume zwischen den Zellen. Hinweis: Dies geschieht NICHT durch Diffusion über eine Membran.

5. Wie Glukose in die Körperzellen gelangt -- durch erleichterte Diffusion (= Carrier-vermittelter Transport). Der Träger wird in einigen Zelltypen (Fett- und Muskelmasse) in Gegenwart von Insulin nur "mobilisiert", d. Bei anderen Zelltypen (Gehirn, Leber) befindet sich der Träger dauerhaft in der Zellmembran. Siehe unten zu GLUT-Transportern.

6. Rolle der Glucosephosphorylierung. Die Umwandlung von G → G-6-Phosphat fängt G in den Zellen ein.

Für weitere Anwendungsbeispiele der verschiedenen Transportverfahren siehe Becker Abb. 8-1 und 8-2. Bilder der Schritte 1-3 finden Sie unter http://www.biology.arizona.edu/cell_bio/problem_sets/membranes/graphics/cotransport_sys.gif oder

Beachten Sie, dass beide aus Klassen mit umfangreichen Online-Notizen stammen. Der Biochemiekurs beinhaltet mehrere Animationen von Transportproteinen.

B. Wie Glukose die Körperzellen erreicht -- Noch ein Blick auf Handout 5-A. Die Verfahrensschritte sind oben in der Reihenfolge ihres Auftretens beschrieben. Hier eine Zusammenfassung mit Fokus auf die verschiedenen Transportarten.

1 . Rolle der Aktiven Transpo rt -- Wird benötigt, um Glukose vom Lumen in das Innere der Epithelzelle zu bringen.

A. Primärer aktiver Transport -- Na + /K + -Pumpe hält intrazelluläres [Na + ] niedrig.

B. Sekundärer aktiver Transport -- Glucose dringt durch Na + /Glucose-Cotransport in Epithelzellen ein

2. Rolle des passiven Transports & Phosphorylierung (von Glucose)

A. Passiver Transport - Wird verwendet, um Glukose den Rest des Weges zu transportieren - aus Epithelzellen, in und aus Kapillaren und in Körperzellen.

B. Phosphorylierung von Glucose -- Wird in den Körperzellen verwendet, um den freien Glukosespiegel am "Straßenende" niedrig zu halten und sicherzustellen, dass der Glukosegradient von Epithelzellen zu Kapillaren zu Körperzellen "bergab" verläuft.

3. Rolle der Diffusion: Glukose und andere kleine Moleküle (aber keine Makromoleküle) diffundieren durch die flüssigkeitsgefüllten Räume zwischen den Zellen in und aus Kapillaren, nicht durch Diffusion über die Zellmembran. Beachten Sie, dass Proteine ​​zu groß sind, um auf diese Weise in Kapillaren einzutreten oder diese zu verlassen.

4. Rolle von GLUT-Transportern (eine andere Protein-/Genfamilie)

A. GLUT-Proteine ​​sind für den Träger-vermittelten Transport von Glukose verantwortlich. Der gesamte passive Glukosetransport durch Membranen (d. h. durch Träger vermittelt) hängt von einer Familie von Proteinen ab, die GLUT 1, GLUT 2 usw. genannt werden.

B. Verschiedene Familienmitglieder (Gene und Proteine) werden in verschiedenen Zelltypen exprimiert. GLUT 1 Protein kommt in der Plasmamembran von Erythrozyten und den meisten anderen Zellen vor, GLUT 2 Protein auf der BL-Oberfläche von Darmepithelzellen, GLUT 4 Protein in Muskel- und Fettgewebe usw. (Beachten Sie, dass alle Gene für alle Proteine ​​in all diesen Zellen vorhanden sind Typen – DNA ist die gleiche!)

C. Alle Gene und entsprechenden Proteine ​​sind ähnlich, weisen jedoch signifikante strukturelle und funktionelle Unterschiede auf. Dies ist ein weiteres Beispiel für eine Gen-/Proteinfamilie. Alle Proteine ​​haben eine ähnliche Gesamtstruktur -- 12 Transmembransegmente, COOH und Aminoenden auf der intrazellulären Seite der Membran usw. Für ein Bild klicken Sie hier Für ein Diagramm und eine Tabelle klicken Sie hier.

D. Position und Wirkung von GLUT 4 sind insulinabhängig. GLUT 4 ist das einzige insulinabhängige Familienmitglied. Insulin löst die Insertion des GLUT-4-Proteins in die Plasmamembran aus, indem es die Vesikelfusion auslöst, wie oben erläutert. Alle anderen Proteine ​​sind konstitutiv in ihren jeweiligen Membranen lokalisiert.

e. Richtung des Transports. Beachten Sie, dass ein Mitglied dieser Familie (GLUT 2) dafür verantwortlich ist, Glukose aus den Epithelzellen zu transportieren, verschiedene Mitglieder sind dafür verantwortlich, dass Glukose in die meisten anderen Zellen eindringt. Alle Familienmitglieder binden Glukose auf einer Seite der Membran, ändern die Konformation und setzen Glukose auf der anderen Seite der Membran frei. Welchen Weg die Glukose ein- oder ausgeht, hängt von den relativen Glukosekonzentrationen auf den beiden Seiten der jeweiligen Membran ab, nicht davon, welches GLUT-Protein verwendet wird.

Versuchen Sie Problem 2-9 und 2-12.

Nächstes Mal -- Alles, was wir oben nicht erreichen, wird beim nächsten Mal erledigt. Dann Details darüber, wie große Moleküle Membranen durchqueren. (Einige konkrete Beispiele – Schicksale von LDL, EGF und Fe-Transferrin.) Wie gelangen große Moleküle in und aus Zellen? Wie kommen neu hergestellte Proteine ​​an den richtigen Ort?


Erweiterte Daten Abb. 1 Homozygotie der Ninja1 Punktmutation korreliert mit einem geringen Ansprechen auf LPS.

ein, Ninja1 Genotypen und Screening-Phänotypen von Mäusen, abgeleitet von IGL03767. Identifikationsnummern von gescreenten Mäusen sind gezeigt. G, Generation. B, Neunzehn im Stammbaum mutierte SNV-Genotypen und ihre Phänotypen. C, Wildtyp und IGL03767 Ninja1 Gene. Die kodierende Sequenz von Exon 2 ist in Großbuchstaben und die SNV-Mutation ist fett gedruckt und mit einem Sternchen hervorgehoben. Graue Kästchen stehen für Exons.

Erweiterte Daten Abb. 2 NINJ1 ist für PMR im Zusammenhang mit Pyroptose essentiell.

ein, Immunblot von NINJ1 und GSDMD in BMDM-Lysaten. B, Links, Freisetzung von DD-150 in der Live-Cell-Imaging-Analyse von iMACs nach LPS-Elektroporation über einen 16-stündigen Zeitraum. Rechts, Immunoblot von NINJ1 in Ninja1 –/– Mit NINJ1 rekonstituierte iMACs. Daten sind Mittelwerte (Kreise) ± s.d. (schattierter Bereich) von drei einzelnen Replikaten. C, Immunblot von GSDMD, GSDMD-NT und NINJ1 im Überstand und Extrakt aus Nigericin-stimulierten geprimten BMDMs. Aktin stammt aus einem separaten Blot. D, LDH- oder IL-18-Freisetzung aus BMDMs, stimuliert wie in Fig. 2d. e, IL-6- oder TNF-Produktion aus BMDMs, die mit Pam3CSK4 (TLR2) oder extrazellulärem LPS (TLR4) stimuliert wurden. F, Lipidzusammensetzung von grundierten BMDMs. Die profilierten Lipide sind Diacylglycerol (DAG), Dihydroceramid (DCER), Hexosylceramid (HCER), Lactosylceramid (LCER), Lysophosphatidylcholin (LPC), Lysophosphatidylethanolamin (LPE), Phosphatidylcholin (PC), Phosphatidylethanolamin (PE), Sphingomyelin (SM), TAG), Cholesterylester (CE) und Ceramid (CER). g, RNA-Seq von geprimten BMDMs. h, Zeitraffer-Bildgebungsanalyse des mitochondrialen Membranpotentials, gemessen durch Tetramethylrhodaminmethylesterperchlorat (TMRM) in grundierten BMDMs nach LPS-Elektroporation. Daten sind Mittelwerte (Kreise) ± s.d. (schattierter Bereich) von drei einzelnen Replikaten. ich, Einzelzell-Zeitraffer-Imaging-Analyse von TMRM und DD-150-Freisetzung in geprimten Wildtyp-BMDMs nach LPS-Elektroporation. Der Zeitpunkt „0“ entspricht dem Zeitpunkt der maximalen TMRM-Abnahme für jede Zelle. J, Silberfärbung von Proteinen im Kulturüberstand von Nigericin-stimulierten geprimten BMDMs. k, Kaplan-Meier-Überlebensplots für Mäuse, die mit 54 mg kg –1 LPS herausgefordert wurden. P Die Werte wurden durch einen zweiseitigen Gehan-Breslow-Wilcoxon-Test berechnet. Sofern nicht anders angegeben, sind Daten Mittelwerte (Balken) von mindestens drei einzelnen Replikaten (Kreise). n = 2 pro Genotyp. Für Gelquellendaten siehe ergänzende Abb. 1.

Erweiterte Daten Abb. 3 NINJ1 spielt eine globale Rolle bei der PMR-Induktion im Zusammenhang mit Pyroptose, Apoptose und Nekrose.

ein, D, g, Freisetzung von HMGB1 aus BMDMs, stimuliert mit Cisplatin, Venetoclax, Oligomycin (ein, D) oder TNF plus zVAD (g). B, Lebensfähigkeit (links) und LDH-Freisetzung (rechts) von Venetoclax-stimulierten BMDMs. C, Expression der angegebenen Gasdermin-Transkripte in der RNA-seq-Analyse von BMDMs. FPKM, Fragmente pro Kilobase Transkript pro Million zugeordneter Lesevorgänge. e, Hellfeldbilder von BMDMs, die mit Oligomycin kultiviert wurden. Maßstabsleisten, 25 μm. F, Silberfärbung von Proteinen im Kulturüberstand von mit TNF und zVAD stimulierten BMDMs. Sofern nicht anders angegeben, sind Daten Mittelwerte (Balken) von mindestens drei einzelnen Replikaten (Kreise). n = 2 pro Genotyp. Für Gelquellendaten siehe ergänzende Abb. 1.

Erweiterte Daten Abb. 4 Phylogenetischer Baum und Aminosäuresequenz-Alignment von NINJ1 und NINJ2.

ein, Immunblot von Flag-NINJ1 aus Abb. 4a, repräsentativ für zwei unabhängige Experimente. B, LDH-Freisetzung aus Flag-NINJ1-transfizierten HEK293T-Zellen. Daten sind Mittelwerte (Balken) von mindestens drei einzelnen Replikaten (Kreise) C, Zytotoxizität von nicht-markierten menschlichen und Maus-NINJ1, NINJ2 und dNINJ-A, B, C in HEK293T-Zellen. Daten sind Mittelwerte (Balken) von mindestens vier einzelnen Replikaten (Kreise). D, Phylogenetischer Baum von NINJ1 und NINJ2. Die Zahlen repräsentieren standardisierte Distanzwerte (Anzahl der Aminosäuresubstitutionen pro Länge des Alignments). e, Mehrfaches Alignment von NINJ1- und NINJ2-Aminosäuresequenzen mit der von JPred vorhergesagten extrazellulären α-Helixdomäne, blau hervorgehoben. F, Mehrfaches Alignment von NINJ1-Aminosäuresequenzen mit der extrazellulären &agr;-Helix-Domäne, die von JPred vorhergesagt wurde. g, Circulardichroismus-Spektren des NINJ1-α-Helix-Region-Peptids, das ein charakteristisches α-Helix-Muster zeigt (zwei Einbrüche bei 208 nm und 222 nm). h, Immunblot von Flag-NINJ1 aus Abb. 4b, repräsentativ für zwei unabhängige Experimente. Für Gelquellendaten siehe ergänzende Abb. 1.

Erweiterte Daten Abb. 5 Biochemische Analyse von NINJ1.

ein, Oben, NINJ1-Domänenstruktur. Mitte, Zytotoxizität von Flag-markiertem Wildtyp-NINJ1 oder NINJ1 mit Prolinpunktmutanten in HEK293T-Zellen. Die Zahlen geben Positionen von Aminosäureresten an, die durch Prolin ersetzt wurden. Die Zytotoxizität (Killing-Score) wurde gegenüber der Wildtyp-NINJ1-Kontrolle normalisiert. Unten, Immunoblot von Flag-NINJ1. Daten sind Mittelwerte (Balken) von mindestens drei einzelnen Replikaten (Kreise). B, Links, Zytotoxizität von Flag-markierten Wildtyp-NINJ1- oder NINJ1-Mutanten in HEK293T-Zellen. Rechts, Immunoblot von Flag-NINJ1. Daten sind Mittelwerte (Balken) von mindestens vier einzelnen Replikaten (Kreise). C, Links, Freisetzung von DD-150 in der Bildgebung von lebenden Zellen von Ninja1 –/– Mit NINJ1 rekonstituierte iMACs nach LPS-Elektroporation. Rechts, Immunoblot von iMACs mit polyklonalem Anti-NINJ1-Antikörper. Daten sind Mittelwerte (Kreise) ± s.d. (schattierter Bereich) von drei einzelnen Replikaten. D, e, Immunblot von NINJ1 in geprimten BMDMDs, stimuliert mit LPS-Elektroporation oder Nigericin (D) oder in nicht geprimten BMDMDs, die mit indizierten Stimuli kultiviert wurden (e). F, Phos-tag SDS-PAGE-Analyse von LPS-Elektroporations- oder Nigericin-stimulierten BMDMs mit oder ohne Staurosporin-Vorbehandlung. S6, ribosomales Protein S6. Ergebnisse in DF sind repräsentativ für zwei unabhängige Experimente. Für Gelquellendaten siehe ergänzende Abb. 1.

Erweiterte Daten Abb. 6 Subzelluläre Lokalisation von NINJ1.

Immunfluoreszenzmikroskopie von NINJ1 und indizierten Markern in geprimten BMDMs. Maßstabsleisten, 25 μm. Mikroskopische Aufnahmen sind repräsentativ für zwei unabhängige Experimente.

Erweiterte Daten Fig. 7 Charakterisierung der extrazellulären NINJ1-α-Helix-Domäne.

ein, Computermodell der extrazellulären Domäne von NINJ1. Grau, hydrophobe Reste blau, negativ geladene Reste hellblau, polare Reste rot, positiv geladene Reste. B, Immunblot von Flag-NINJ1 in HEK293T-Zellen aus Fig. 4e repräsentativ für zwei unabhängige Experimente. C, Liposom-Frachtfreisetzung durch das NINJ1-α-Helix-Region-Peptid, seine sequenzverwürfelte Variante oder Melittin (α-helikales Bienengift-Peptid). Die Daten sind Mittelwerte (Balken) von vier einzelnen Replikaten (Kreise). P Der Wert wurde mit einem zweiseitigen ungepaarten Student berechnet T-Prüfung. D, Freisetzung von DD-150 in Live-Cell-Imaging von BMDMs nach Stimulation durch Nigericin in Gegenwart von 20 μg ml -1 der angegebenen monoklonalen Antikörper. Daten sind Mittelwerte (Kreise) ± s.d. (schattierter Bereich) von vier einzelnen Replikaten. mAb, monoklonaler Antikörper. Für Gelquellendaten siehe ergänzende Abb. 1.

Erweiterte Daten Abb. 8 Charakterisierung von Gsdmd –/– Gsdme –/– BMDMs und monoklonaler Anti-NINJ1-Antikörper.

ein, Immunblot von GSDME in BMDMs. GSDME stammt von einem separaten Blot. B, Immunblots mit monoklonalem Anti-Maus-NINJ1-Antikörperklon 25 in HEK293T-Zellen, transfiziert mit den angegebenen Flag-markierten Konstrukten. Ergebnisse in ein und B sind repräsentativ für zwei unabhängige Experimente. Für Gelquellendaten siehe ergänzende Abb. 1.


Einfluss von Plasmamembran-Ionenströmen auf Chlorophyll-Fluoreszenz und Anregungslöschung in Chara Chloroplasten

Beleuchtete Riesenzellen von Characeen-Algen zeigen die Erregbarkeit der Membran sowie die räumlichen Muster der Photosynthese und des transmembranen H + -Flusses. Die Erregung des Plasmalemmas unter diesen Bedingungen führt zum vorübergehenden Abbau externer alkalischer und saurer Zonen und hemmt die Photosynthese in den alkalischen Zonen. Der Erzeugung des Aktionspotentials in den gemusterten Internodien folgt eine Zellhyperpolarisation, die in 1 Minute ihren Höhepunkt erreicht und bis zu 15 Minuten anhält. Um den Einfluss des driftenden Ruhepotentials auf die Chloroplastenantwort auf die Anregung der Plasmamembran auszuschließen, wurde in dieser Arbeit der Voltage-Clamp-Modus angewendet und die durch einen kurzen depolarisierenden Puls verursachten Chlorophyll-Fluoreszenzänderungen überwacht. Es wurde festgestellt, dass die depolarisierende Verschiebung des Membranpotentials unter Spannungsklemmbedingungen eine starke Depression von (F_<< ext>>^<<<'>>>) Chlorophyllfluoreszenz und photosynthetische Aktivität, vorausgesetzt, dass einwärts gerichtete Ca 2+ und Cl – -Ströme ausgelöst wurden und ein stationärer einwärts gerichteter H + -Fluss (oder OH – Efflux) vor der Anwendung andauerte eines elektrischen Reizes. Es zeigte sich, dass sich die depolarisationsinduzierten Ionenströme, die im alkalischen und sauren Zellbereich bei Licht und Dunkelheit gemessen wurden, signifikant unterscheiden. Die Ergebnisse stimmen mit der Vorstellung überein, dass der massive nach innen gerichtete H + -Fluss, der in den alkalischen Zellregionen unter Beleuchtung auftritt, mit der sauren Verschiebung des zytoplasmatischen pH-Werts verbunden ist. Divergierende Amplituden von Ionenströmen in verschiedenen Zellteilen können teilweise durch das Vorhandensein zahlreicher Plasmalemma-Invaginationen, spezifisch in den sauren Zonen lokalisierten Charasomen sowie durch scharfe lokale Änderungen des externen pH-Werts in sauren Zonen während der Perforation der Zellwand mit a . bestimmt werden Mikroelektrode messen.


Welche Faktoren beeinflussen die Permeabilität einer Zellmembran?

Die Durchlässigkeit einer Zellmembran wird von der Polarität, der elektrischen Ladung und der Molmasse der durch sie diffundierenden Moleküle beeinflusst. Die Phosolipidschichten, aus denen die Zellmembran besteht, beeinflussen auch ihre Durchlässigkeit.

Eine Zellmembran besteht aus zwei Phosolipidschichten. Jede Schicht hat einen elektrisch geladenen und hydrophilen Kopf, während der Schwanz ungeladen und hydrophob ist. Die elektrisch geladenen Köpfe dieser Schichten sind dem Wasser zugewandt. Die ungeladenen Schwänze stehen sich gegenüber. Dadurch können kleine, neutral geladene Moleküle die Zellmembran leichter passieren als geladene und größere Moleküle. Die Phosolipidschichten verhindern auch, dass nicht-lipidlösliche Substanzen die Zellmembran passieren.

Zellmembranen sind selektiv permeabel, was den Durchgang einiger Substanzen ermöglicht, während sie den Durchgang anderer einschränken, sagt Physiology Web. Dies ist wichtig, um eine Zelle mit Nährstoffen zu versorgen, Abfall zu beseitigen und zu verhindern, dass unerwünschte Moleküle in eine Zelle gelangen. Die doppelten Phospholipidschichten einer Zellmembran umfassen polare Köpfe und unpolare Schwänze, sagt WiseGeek. Zellmembranen sind für unpolare Moleküle wie Sauerstoff, Stickstoff, Kohlendioxid und Steroide sehr durchlässig, sagt Physiology Web. Umgekehrt sind Membranen für kleine polare Moleküle wie Wasser, Glycerin, Harnstoff und Ethanol weniger durchlässig und für große polare Moleküle wie Glukose und Saccharose hochgradig undurchlässig.

Elektrische Ladung spielt auch eine wichtige Rolle bei der Membranpermeabilität, sagt Physiology Web. Geladene Teilchen oder Ionen können eine Zellmembran nicht durchdringen. Diese geladenen Teilchen wie Natrium-, Kalium-, Calcium-, Wasserstoff- und Chlorionen benötigen spezielle Transportproteine, um sie durch die Membran zu transportieren. Transportproteine ​​transportieren auch Moleküle wie Glukose, Wasser und Ethanol durch Membranen. Dies bedeutet, dass die Zelle mehr Kontrolle darüber hat, wie viele dieser Moleküle wie oft passieren.


Methoden

Molekulares Klonen

Wir verwendeten einen Ratten-AnkG-Klon (270 kDa) für alle Experimente in dieser Studie. DNA, die den ersten fünf Ankyrin-Repeats der Membranbindungsdomäne (R1-R5: Reste 38–200) entsprach, wurde durch PCR amplifiziert und in einen von pCold (Takara Bio Inc., Japan) abgeleiteten Vektor ligiert, in dem eine ursprüngliche Spaltungsstelle für die Faktor Xa-Protease wurde durch eine Tobacco Etch Virus (TEV)-Protease-Spaltstelle ersetzt. Das resultierende Konstrukt kodiert für ein Protein, das nur zwei zusätzliche Reste, Gly-Thr, am N-Terminus nach der TEV-Spaltung aufweist.

Proteinexpression und -reinigung

AnkG (R1-R5)-Proteine ​​wurden in E. coli [BL21(DE3)pLysS] exprimiert, das in 2YT-Medien bei 16°C gezüchtet und mit 0,4 mM IPTG für 20 h induziert wurde. Die Zellen wurden durch Zentrifugation geerntet, wonach die Zellpellets durch Beschallung in Lysepuffer (10 mM K .) lysiert wurden2HPO4, pH 7,3, 250 mM KCl, 1 mM EDTA, 5 mM β-ME, 1 mM PMSF) und das unlösliche Material wurde durch Zentrifugation entfernt. Die verbleibende lösliche Fraktion, die His-markierte AnkG-Proteine ​​enthielt, wurde auf eine 20 ml HisPrep FF (GE Healthcare Japan, Japan) mit Nickel geladene Säule aufgetragen und unter Verwendung von 500 mM Imidazol auf einem ÄKTA-purifier-System (GE Healthcare Japan, Japan) eluiert ). Nach dem Entsalzen des Imidazols wurden die His-markierten Proteine ​​mit TEV-Protease gespalten (

300 μM für 24 h bei 4 °C). AnkG-Proteine ​​wurden im Durchfluss von der Hisprep-Nickelsäule gesammelt und in eine Superdex200-Gelfiltrationssäule (GE Healthcare Japan, Japan) verlängert. Die gereinigten Proteine ​​wurden dann durch Pufferaustausch unter Verwendung eines Amicon-Zentrifugalfilters (Merck Millipore Corp., USA) weiter auf 10 mg/ml [gelöst in 50 mM NaCl, 5 mM Tris-HCl (pH 7,5)] konzentriert und wurden dann für der Kristallisationsschritt.

Kristallisation, Datensammlung und Strukturbestimmung

AnkG (R1-R5)-Kristalle wurden auf Kristall-Screening-Platten bei 20 °C unter Verwendung von Sitztropfen-Dampfdiffusion gezüchtet. Kristalle der reduzierten Form von AnkG wuchsen aus 1:1 Mischungen von Proteinlösung und Reservoirlösung mit 50 mM CaCl2, 100 mM Bis-Tris (pH 7,0), 30 % Gew./Vol. PEG550 MME (Index #26, Hamptom Research, USA) (Fig. 1). Kristalle der oxidierten Form von AnkG wuchsen aus 1:1 Mischungen von Proteinlösung und Reservoirlösung mit 10 mM MgCl2-Hexahydrat, 50 mM Tris-HCl (pH 7,5), 1,6 M (NH4)2SO4 (Natrix #26, Hamptom Research, USA) (Abb. 2). Zur Datensammlung wurden die Kristalle auf 20–25% PEG200 Kryoschutzmittel übertragen und in flüssigem Stickstoff schockgekühlt. Die Daten wurden am BL44XU SPring-8 (Hyogo, JAPAN) gesammelt, das mit einem MX-225HE CCD-Detektor (Rayonix, USA) ausgestattet ist und von der Academia Sinica und dem National Synchrotron Radiation Research Center (Taiwan, ROC) finanziell unterstützt wird. Der Kristall der reduzierten Form gehörte zum P21212-Raumgruppe und beugte Röntgenstrahlen auf 1,62 , während der Kristall der oxidierten Form zur Raumgruppe C121 gehörte und Röntgenstrahlen auf 1,83 beugte.

Alle Daten wurden mit HKL2000 (HKL Research Inc., USA) verarbeitet. Die Primärstruktur der reduzierten Form von ANKG (R1-R5) wurde durch molekularen Austausch mit Phaser 39 unter Verwendung der AnkR-Membranbindungsdomänenstruktur als Templat (1N11, Reste 637–791) gelöst und ein erstes Strukturmodell mit dem Programm erstellt Arp/Warp 40 . Die Ausgangsstruktur wurde dann als Templat beim molekularen Ersatz zur Bestimmung der oxidierten Struktur verwendet und ein Modell mit Arp/Warp wurde trotz der ungefalteten Struktur der 1. Wiederholung erfolgreich aufgebaut (Abb. 2A). Der P2121Die asymmetrische Einheit der 2-Raumgruppe der reduzierten Form enthielt zwei Moleküle, während die asymmetrische Einheit der C121-Raumgruppe der oxidierten Form ein dimeres Molekül enthielt. Modellbauten wurden in Coot 41 erstellt. Wir konnten 158 Reste in jeder der beiden Ketten der reduzierten Form und 134 Reste in jeder der beiden Ketten der oxidierten Form aufbauen. Alle Modelle wurden mit REFMAC5 42 verfeinert und TLS-Parameter wurden bei der Verfeinerung der oxidierten Struktur berücksichtigt (Tabelle 1).

Der Strukturvergleich und die Überlagerung von AnkG (40–194) und AnkB (2030–2184 PDB-Code #4RLV und #4RLY) wurden mit lsqkab in der CCP4-Suite und dem r.m.s.d. berechnet wurde (Abb. 1D). Um die feinkörnige Modellstruktur mit der Kristallstruktur (reduzierte Form) zu vergleichen, haben wir die helikalen Körperstrukturen (zwei der fünf antiparallelen α-Helices) überlagert und die Strukturabweichung der Schleifenfinger bestimmt (Abb. 5). Die Strukturen der reduzierten und oxidierten Form von AnkG wurden auch im Bereich der Reste 68–194 verglichen (Ergänzende Abb. S3). Das Anfangssegment von R2 (Reste 95–100), die Fingerschlinge von R4 (Reste 168–175) und die Fingerschlinge von R2 (Reste 100–110) wurden ebenfalls für strukturelle Vergleiche analysiert (Abb. 1D und ergänzende Abb. S3 ). Die Flächen der Strukturmodelle wurden mit areaimol in der CCP4-Suite berechnet (Ergänzende Abb. S6).

Gelfiltrationsanalyse der redoxabhängigen Dimerisierung

Die Molekulargewichte der gereinigten oxidierten/reduzierten Proteine ​​wurden wie zuvor beschrieben 21,43,44 bestimmt. Gereinigte AnkG (R1-R5) Proteine ​​(0,5 mg/ml) wurden zuerst mit 100 μM H . inkubiert2Ö2 für 1 h oder 4 h bei 4 °C und dann mit 5 mM DTT für 1 h bei 4 °C nach der Oxidation. Proteinlösungen (jeweils 100 μl) wurden dann durch eine superdex200-Gelfiltrationssäule (GE Healthcare Japan, Japan) geleitet, die mit dem Ladepuffer (250 mM KCl, 10 mM K .) äquilibriert war2HPO4 [pH 7,3]) auf einem ÄKTA-purifier-System (GE Healthcare Japan, Japan) bei 4 °C und einer Flussrate von 0,5 ml min −1 . Eluate wurden bei 280 nm überwacht und die Molekulargewichte und die Stöchiometrie der Proteine ​​wurden auf der Grundlage der Eluierungspeaks unter Verwendung von sechs Standardprotein-Molekularmassenmarkern (GE Healthcare Japan, Japan) analysiert ( 2C ).

Molekulardynamiksimulation

Alle MD-Simulationen wurden mit dem GROMACS-Softwarepaket Version 4.6.5 45 durchgeführt. Zur Analyse der Verhalten von AnkG um eine Membran. Kraftfeldparameter für das s-palmitoylierte Cys wurden durch Ersetzen des Cys-Seitenkettenatoms durch die Palmitoylacylkette erzeugt. Alle drei Systeme bestanden aus einem Protein (AnkG), einer Lipiddoppelschicht, die aus 410 1-Palmitoyl-2-oleoyl-phosphatidylethanolamin (POPE)-Molekülen, Wassermolekülen und Ionen bestand. Die Größen der Systeme betrugen etwa 11 × 11 × 17 nm 3 , 11 × 11 × 17 nm 3 bzw. 11 × 11 × 20 nm 3 . Die periodische Randbedingung wurde auf alle Simulationen angewendet. Durch Änderung der Proteinanordnung stellten wir 100, 10 und 16 Ausgangsstrukturen für die palmitoylierten AnkG-, nichtpalmitoylierten AnkG- bzw. AnkG-Dimersysteme her. Grobkörnige Proteinstrukturen wurden basierend auf den Röntgenstrukturen unter Verwendung des martinize.py-Skripts konstruiert und ein elastisches Netzwerkmodell wurde mit dem Martini-Modell kombiniert, um ihre Tertiärstrukturen zu erhalten. Die unteren und oberen Grenzwerte der elastischen Bindung wurden auf 0,5 bzw. 0,9 nm eingestellt, und die Kraftkonstante der elastischen Bindung wurde auf 5000 kJ.mol –1 .nm –2 eingestellt. Wir haben die Energie dieser Systeme minimiert, sie mit Positionsbeschränkungen für die Rückgratatome äquilibriert und dann 1-μs-Produktionsläufe mit einem Zeitschritt von 25 fs im NPT-Ensemble (310 K, 1 bar) mit dem V-Rescale-Thermostat 49 und . durchgeführt Berendsen-Barostat 50 . Die elektrostatischen Wechselwirkungen wurden mit der Partikelmesh-Ewald (PME)-Methode 51,52 berechnet.

Alle Trajektorien wurden mit einem Intervall von 2 ns analysiert (d. h. 500 Schnappschüsse für jede 1-μs-Simulation). Wir betrachteten eine Momentaufnahme als „Kontakt“, wenn der Mindestabstand zwischen Membranatomen und AnkG-Atomen weniger als 6 betrug.Ein „Insertionsereignis“ wurde definiert als das erste Mal, dass eine Interaktion zwischen der Membran und Cys70 von AnkG in drei aufeinanderfolgenden Schnappschüssen beobachtet wurde, und Trajektorien mit einem „Insertionsereignis“ wurden als „insert“ betrachtet. Die Kontaktwahrscheinlichkeit zwischen der Membran und AnkG wurde als die Wahrscheinlichkeit definiert, sich in der Nähe der Lipiddoppelschicht zu befinden, und die Wahrscheinlichkeit wurde für jeden Rest als das Verhältnis der Schnappschüsse berechnet, in denen es eine Wechselwirkung zwischen dem Rest und den Atomen in einem Lipidkopf gab. Gruppe dh C1A, C1B, NH3 und PO4 in einem Martini-Kraftfeld, während der Trajektorien nach einem „Insertionsereignis“ oder dem ersten „Kontakt“ zwischen AnkG und der Membran.

Wir führten auch feinkörnige (alle Atome) MD-Simulationen durch, um die Wechselwirkung zwischen der Lipiddoppelschicht und AnkG auf atomarer Ebene zu analysieren (Abb. 5). Eine typische Konformation der AnkG-Ankerung an der POPE-Membran wurde ausgewählt und mit solvatisiert

150 mM NaCl in einer rechteckigen Box. Die Simulationen wurden unter Verwendung einer periodischen Randbedingung durchgeführt und die elektrostatischen Wechselwirkungen wurden mit der PME-Methode behandelt. Das Kraftfeld CHARMM36 53 wurde auf die Aminosäuren, Lipidmoleküle und Ionen und das TIP3P-Modell 54 auf die Wassermoleküle angewendet. Parameter für das s-palmitoylierte Cys wurden durch Kombinieren der Kraftfeldparameter des Cys-Restes in CHARMM36 mit denen der Palmitoylacylkette in den Lipiden erzeugt. Alle Bindungen wurden durch den LINCS-Algorithmus 55 eingeschränkt. Wir haben die Energieminimierung des gesamten Systems durchgeführt und dann die Systemtemperatur mit dem V-Rescale-Thermostat mit Positionsbeschränkungen für schwere Atome im Protein schrittweise erhöht. Ein 5-ns-Produktionslauf mit einem Zeitschritt von 2 fs im NPT-Ensemble wurde mit Positionsbeschränkungen für Rückgratatome im Protein durchgeführt, um die Seitenkettenkonformationen zu relaxieren. Die Temperatur und der Druck des Systems wurden bei 310 K und 1 bar unter Verwendung eines Nose-Hoover-Thermostats 56,57 bzw. Parrinello-Rahman-Barostat 58,59 geregelt.