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A9. Energietransduktion in Protozellen - Biologie

A9. Energietransduktion in Protozellen - Biologie


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Neben einem genetischen Makromolekül und einer semipermeablen Membran muss eine Energiequelle vorhanden sein, um intrazelluläre Prozesse anzutreiben. Die beim Wachstum der Membran freigesetzte Energie wird teilweise in der Bildung eines Protonengradienten eingefangen, wie in der Abbildung unten gezeigt.

Der Protonengradient würde bald seine eigene Bildung hemmen, da die weitere Bewegung von Protonen in die Zelle durch das positive Transmembranpotential abgeschwächt würde, es sei denn, die Metallionen im Inneren bewegten sich nach außen. Außerdem würde der Gradient nach dem Stoppen des Wachstums zusammenbrechen. Die Forscher stellten Fettsäurenvesikel in Gegenwart von Puffern mit einem pH-Wert von 8,5 her, deren pH-Wert mit einem Alkalimetallhydroxid eingestellt wurde. Der externe pH-Wert wurde auf 8,0 reduziert, was zu einem Protonenkonzentrationsgradienten von 0,5 pH-Einheiten führte. (Änderungen des intravesikulären pH-Werts wurden mit einem pH-sensitiven Fluorophor, HPTS, gemessen.) Die Einwärtsbewegung von Protonen entlang eines Konzentrationsgradienten, wie in der Abbildung unten gezeigt, würde mit der Zeit auftreten und den auferlegten Konzentrationsgradienten zusammenbrechen.

Bei Fettsäurevesikeln kollabierte dieser künstliche pH-Gradient schnell, was darauf hindeutet, dass die Vesikelpermeabilität für Protonen hoch war. Die Rate war für eine einfache Flip-Flop-Diffusion zu hoch. Die Einwärtsbewegung der Protonen schien durch die Auswärtsbewegung der M+-Ionen erleichtert zu werden. Die Zerfallsgeschwindigkeit des Protonengradienten war exponentiell, und die resultierende Geschwindigkeitskonstante erster Ordnung konnte leicht bestimmt werden. Ein Diagramm der Geschwindigkeitskonstante für den Kollaps des pH-Gradienten gegen den nichtsolvatisierten Ionenradius von M+ nahm mit zunehmendem Radius ab (dh kNa > kK > KRb > KCs, was darauf hindeutet, dass der pH-Gradient stabiler wäre, wenn große, undurchlässige oder anderweitig gefangene Kationen eingekapselt würden. Wenn Vesikel mit eingekapseltem Arg+ hergestellt wurden, brach der auferlegte pH-Gradient stundenlang nicht zusammen.Wenn Ölsäure-Mizellen zu Ölsäure-Vesikeln mit eingekapseltem Arg+ hinzugefügt wurden, ohne dass ein künstlicher pH-Gradient über die Membran induziert wurde, wuchs das Vesikel unter gleichzeitiger Bewegung von Protonen in das Vesikel ein und erzeugt innerhalb von Sekunden einen pH-Gradienten von 0,3.

Diese Experimente zeigen, dass Membranwachstum und Energiespeicherung gekoppelt werden könnten und die richtige Zusammensetzung des eingekapselten Materials zu einem stabilen transmembranen pH-Gradienten führen könnte, einer Energiequelle zum Antrieb biologischer Prozesse. Es deutet sogar darauf hin, dass ein geladenes Polyanion als genetischer Träger von Vorteil wäre.

Mitwirkende

  • Prof. Henry Jakubowski (College of St. Benedikt/St. John's University)

Protozellen springen in Aktion

Ein von der University of Bristol geleitetes Team internationaler Wissenschaftler mit Interesse an Protoliving-Technologien hat heute Forschungsergebnisse veröffentlicht, die den Weg für den Bau neuer halbautonomer Geräte mit potenziellen Anwendungen in miniaturisierter Softrobotik, Mikrosensorik und Biotechnologie ebnen.

Mikroaktuatoren sind Geräte, die Signale und Energie in eine mechanisch angetriebene Bewegung in kleinen Strukturen umwandeln können und in einer Vielzahl fortschrittlicher Mikrotechnologien wichtig sind.

Normalerweise sind Mikroaktuatoren auf externe Änderungen der Schütteigenschaften wie pH und Temperatur angewiesen, um wiederholbare mechanische Umwandlungen auszulösen. Nun, in einer neuen Studie, die heute in . veröffentlicht wurde Naturchemie, Professor Stephen Mann von der University of Bristol’s School of Chemistry und dem Max Planck Bristol Center for Minimal Biology zusammen mit den Kollegen Drs Ning Gao, Mei Li, Liangfei Tian, ​​Avinash Patil und Pavan Kumar vom Bristol Center for Protolife Research demonstrieren ein neuer Ansatz, der interne Veränderungen als Auslöser für signalbasierte Bewegungen nutzt.

In einer Reihe von Experimenten betteten die Forscher erfolgreich Zehntausende von künstlichen zellähnlichen Einheiten (Protozellen) in spiralförmige Filamente eines Polysaccharid-Hydrogels ein, um winzige freistehende Federn herzustellen, die von innen chemisch angetrieben werden.

Das Team belud die Protozellen zunächst mit Urease – einem Enzym, das bei Versorgung mit Harnstoff Karbonationen erzeugt – und fing dann die künstlichen Zellen mit einem selbstgebauten Mikrofluidik-Gerät in einem sich drehenden Strahl aus Calciumalginat-Hydrogel ein.

Sie entdeckten, dass sich die helikalen Filamente beim Einschalten der Urease in Wasser aufrollen und dass die Geschwindigkeit der Längsdehnung zunimmt, je mehr Carbonationen aus den Protozellen in das umgebende Hydrogel entweichen.

Die Kopplung körpereigener chemischer Aktivität an mechanische Bewegung wurde mit dem Aufbrechen von Vernetzungen im Hydrogel durch Entfernung der Calciumionen durch Bildung von Calciumcarbonat-Partikeln vor Ort in Verbindung gebracht, was zu einer langsamen Freisetzung elastischer Energie im federartigen Mikrostrukturen.

Umgekehrt kehrte die Rückgewinnung der Calciumionen durch Auflösen von Calciumcarbonatpartikeln unter Verwendung einer zweiten Population von säureerzeugenden Glucoseoxidase enthaltenden Protozellen, die außerhalb der Filamente angeordnet waren, das Abwickeln um und stellte die ursprüngliche spiralförmige Steigung der freistehenden Federn wieder her.

Basierend auf diesen Beobachtungen nutzten die Forscher die helikalen Protozell-Filamente als Antriebswelle für die Verrichtung protozellangetriebener mechanischer Arbeit. Dazu befestigten sie an jedem Ende des gewendelten Hydrogels eine einzelne “giant”-Protozelle und nutzten die winzigen Hanteln als freistehende Mikroaktoren (siehe Bild). Die Urease-Aktivität in den beiden riesigen Protozellen reichte aus, um eine seitliche Streckung der Hantel zu bewirken. Die Bewegung könnte eingeschränkt werden, wenn eine der daran befestigten riesigen Protozellen Glucoseoxidase enthält, die das verlorene Kalzium im Hydrogel-Anschluss wiederherstellt. Auf diese Weise konnten durch die On-Board-Verarbeitung chemischer Signale verschiedene Modi der chemisch-mechanischen Transduktion in die Mikroaktoren einprogrammiert werden.

Professor Stephen Mann, Co-Direktor des Max Planck Bristol Center for Minimal Biology (MPBC) in Bristol, sagte: “Wir haben ein langjähriges Interesse an Protoliving-Technologien. Eine zentrale Herausforderung besteht darin, Protozellgemeinschaften mit ihrer Umgebung zu verbinden, um funktionale Beziehungen herzustellen. Die neue Arbeit stellt einen Schritt in diese Richtung dar, da sie veranschaulicht, wie endogene chemische Prozesse an ihre energetisierte Umgebung gekoppelt werden können, um ein programmierbares chemo-mechanisches Mikrosystem zu erzeugen”.

Dr. Ning Gao, ebenfalls am MPBC und an der School of Chemistry der University of Bristol, fügte hinzu: “Wir hoffen, dass unser Ansatz die Herstellung neuer Arten weicher adaptiver Mikrostrukturen anregen wird, die über ein erhöhtes Maß an Autonomie arbeiten.”

Papier:
“Chemie-vermittelte Translokation in protozellbasierten Mikroaktoren,’ von Gao N, Li M, Tian L, Patil A J, Kumar P B V V S und Mann S in Naturchemie.


Hoch orientierte photosynthetische Reaktionszentren erzeugen in synthetischen Protozellen einen Protonengradienten

Die Photosynthese ist für die photochemische Umwandlung von Licht in die chemische Energie verantwortlich, die den Planeten Erde antreibt. Der photochemische Kern dieses Prozesses in allen photosynthetischen Organismen ist ein Transmembranprotein, das als Reaktionszentrum bezeichnet wird. In lila photosynthetischen Bakterien katalysiert eine einfache Version dieses Photoenzyms die Reduktion eines Chinonmoleküls, begleitet von der Aufnahme von zwei Protonen aus dem Zytoplasma. Dies führt zur Bildung eines Protonenkonzentrationsgradienten über die Lipidmembran, der letztendlich zur Synthese von ATP genutzt werden kann. Hier zeigen wir, dass synthetische Protozellen, basierend auf riesigen Lipidvesikeln, die eine orientierte Population von Reaktionszentren einbetten, in der Lage sind, einen photoinduzierten Protonengradienten über die Membran zu erzeugen. Unter kontinuierlicher Beleuchtung erzeugen die Protozellen einen Gradienten von 0,061 pH-Einheiten pro Minute, was einer Protonen-Bewegungskraft von 3,6 mV⋅min -1 entspricht ebnet den Weg für die Konstruktion neuartiger und funktionellerer Protozellen für die synthetische Biologie.

Schlüsselwörter: Künstliche Zellen Riesenlipidvesikel Lichttransduktion Photosynthese Reaktionszentrum Protonengradient.

Interessenkonflikt-Erklärung

Die Autoren geben keinen Interessenkonflikt an.

Figuren

Erstellung von GUVs durch die…

Herstellung von GUVs nach dem Tröpfchentransferverfahren (48). ( EIN ) Wasser…

Ladungsrekombination von RCs rekonstituiert…

Ladungsrekombination von RCs, die in riesigen Vesikeln nach einem sättigenden Lichtblitz rekonstituiert wurden.…

Schema der [email protected] unter…

Schema der Funktion von [email protected] unter Rotlichtbeleuchtung. ( EIN ) RC wird rekonstituiert…

Erzeugung eines pH-Gradienten…

Erzeugung eines pH-Gradienten durch [email protected] ( EIN ) Massenfluoreszenzmessungen…


Nano-Bio-Hybride und Synthetische Biologie

Diese Bemühungen konzentrieren sich auf von der Natur inspirierte Materialien, die potenziell die Energieumwandlung und den Energietransport unterstützen können, sowie das Verständnis von Biosensormechanismen in zellähnlichen Umgebungen, die mit technisch hergestellten Nanomaterialien funktionalisiert sind.

Dabei hybridisieren wir Metalle, organische Stoffe, Halbleiter und Dielektrika mit Biomaterialien, um Nanobio-Metamaterialien mit einzigartigen Eigenschaften zu schaffen. Besonders motiviert uns das lichtaktivierte Verhalten biofunktioneller Nanostrukturen zur Energieübertragung. Benutzer können so auf Synthese- und Herstellungsfunktionen zugreifen und sich dann unter einem Dach mit fortschrittlichen Spektroskopien und Mikroskopen verbinden.

Wir haben die Fähigkeiten der synthetischen Biologie zur Herstellung künstlicher Zellprototypen (Protozellen) weiterentwickelt, in denen wir biologische Bausteine ​​zu Miniatur-Nanoreaktoren zusammenbauen, die lichtaktiviertes Verhalten zeigen. Wir verwenden im Allgemeinen ähnliche Bausteine ​​wie in der Natur, wo Metalloporphyrin-Analoga lebenswichtige biologische Prozesse bewirken. Dazu gehören insbesondere solche mit Energiefunktionen wie Photosynthese (Chlorophyll), Sauerstofftransport (Hämoglobin) und Sauerstoffaktivierung (Cytochrom). Bioinspirierte Hybridmaterialien können auch in zelluläre Maschinen eingeführt werden, um biochemische Signalwege durch Fernaktivierung auszulösen und zu alarmieren. Diese synthetischen Fähigkeiten eröffnen neue Möglichkeiten für Anwender in verschiedenen Bereichen wie der Katalyse in selbstheilenden Materialien, der chemischen und biologischen Sensorik, dem kohärenten Energietransport in biomimetischen Systemen und der Medizintechnik.


Entwirrung der Anpassung in eukaryotischen Bahnen: Lehren aus Protozellen

Die eukaryotischen Anpassungswege funktionieren innerhalb weitreichender Umweltbedingungen ohne Reizsättigung. Trotz zahlreicher Unterschiede in den Anpassungsmechanismen von Bakterien und Eukaryoten erfordern alle einen Energieverbrauch. Hier stellen wir zwei Minimalmodelle vor, die zeigen, dass der Energieaufwand der Zelle für die Anpassung nicht unbedingt erforderlich ist. Beide Modelle teilen wichtige Merkmale mit großen eukaryontischen Zellen: Sie verwenden kleine diffusionsfähige Moleküle und beinhalten Rezeptoruntereinheiten, die hochkonservierten G-Proteinkaskaden ähneln. Die Analyse der Nachteile dieser Modelle hilft uns, die Vorteile des Energieverbrauchs in Bezug auf die Einstellbarkeit von Reaktions- und Anpassungszeiten sowie die Trennung von zellexterner Wahrnehmung und zellinterner Signalgebung zu verstehen. Unsere Arbeit wirft somit ein neues Licht auf die Evolution von Anpassungsmechanismen in komplexen Systemen.

Interessenkonflikt-Erklärung

Die Autoren haben erklärt, dass keine konkurrierenden Interessen bestehen.

Figuren

Abbildung 1. Schematische Beschreibung von Anpassungspfaden…

Abbildung 1. Schematische Beschreibung der Anpassungspfade und ihrer Eigenschaften.

(a) Bakterielle Chemotaxis. Lockstoffmoleküle…

(a) Bakterielle Chemotaxis. Lockstoffmoleküle binden an Chemorezeptoren, die aufgrund des Adapterproteins CheW und der Kinase CheA, die für die Phosphorylierung von CheY und damit die Regulierung der Flagellenmotoren verantwortlich sind, Cluster bilden. CheR und CheB (aktiviert durch CheA) vermitteln die Anpassung durch methylierende bzw. demethylierende Rezeptoren . (B) Dictyostelium Chemotaxis im Zusammenhang mit der Produktion und Wahrnehmung von cAMP. Nach der Bindung von cAMP an den Rezeptor dissoziiert der G-Protein-Komplex und das RasG-Protein wird aktiviert , . Die Adenylylcyclase (AC), möglicherweise durch die Der Stoffwechselweg , , wird aktiviert und produziert cAMP, das für die Zellaggregation sezerniert wird. Die Konzentration von cAMP wird auch durch ERK2 erhöht, das die Phosphodiesterase (PDE) RegA hemmt und ihrerseits cAMP hydrolysiert. Dieser Weg wird durch PKA gehemmt, durch cAMP aktiviert, , . (c) Phototransduktion. Licht aktiviert Rhodopsin () und nach einer G-Proteinkaskade hydrolysiert Phosphodiesterase cGMP. Bei niedrigen PDE-Werten (im Dunkeln) ermöglicht cGMP den Einstrom von durch zyklische Nukleotid-gesteuerte Kanäle (CNGC). Die Anpassung erfolgt über -abhängige Rückkopplungsschleifen: Hemmung von GC, Phosphorylierung von und CNGC. (d) Geruchstransduktion. Der Geruchsstoff bindet an den G-Protein-gekoppelten Geruchsrezeptor und aktiviert AC, um cAMP zu produzieren, was die Öffnung von CNGC bewirkt. Der Zustrom von öffnet Chloridkanäle, um das Signal zu verstärken. Mehrere -abhängige Rückkopplungsmechanismen vermitteln Anpassung: Hemmung von AC, CNGC und cAMP , . (Mitteltafel) Reaktion eines adaptiven Systems auf einen Schrittreiz und hier betrachtete charakteristische Merkmale mit und .

Abbildung 2. Modelle mit minimaler Anpassung.

Abbildung 2. Modelle mit minimaler Anpassung.

(a) Einkomponentenmodell. (links) Der Rezeptor auf der Zellmembran…

(a) Einkomponentenmodell. (links) Der Rezeptor auf der Zellmembran besitzt zwei Ligandenbindungsstellen, eine extra- und eine intrazellulär. Bei extrazellulärer Ligandenbindung signalisiert der Rezeptor, stoppt jedoch, wenn der Ligand die Membran durchdrungen hat und intrazellulär an den Rezeptor bindet. (rechts) Schematische Darstellung der entsprechenden inkohärenten Feedforward-Schleife mit die langsame intermediäre Spezies, die die Anpassung vermittelt. (b) Zweikomponentenmodell. (links) Die erste Komponente ist ein Rezeptor, der eine extrazelluläre Bindungsstelle für den Liganden und eine intrazelluläre Domäne umfasst, an die zwei Untereinheiten, und , gebunden sind. Die zweite Komponente ist für die Downstream-Signalisierung verantwortlich. Wenn der Rezeptor stimuliert wird (z. B. durch Ligand oder Licht), wird die und Untereinheiten werden freigesetzt und diffundieren zur zweiten Komponente. Da die Verbreitung von ist schneller als das von , bindet zuerst an die zweite Komponente, die mit der Signalisierung beginnt, bis bindet. (rechts) Schematische Darstellung der entsprechenden inkohärenten Feedforward-Schleife mit zwei Zwischenspezies und . Spezies diffundiert langsamer als und vermittelt Anpassung.

Abbildung 3. Implementierung der Minimalmodelle…

Abbildung 3. Implementierung der Minimalmodelle in Protozellen.

(a) Einkomponentenmodell, mit und das…

(a) Einkomponentenmodell, mit und die extrazellulären und intrazellulären Konzentrationen, der Radius der Zelle und die Länge des Rezeptors. (b) Simulationsergebnisse für das Einkomponentenmodell mit zeitlichen Reizverläufen (links), innere Konzentrationen (Mitte) und Aktivität (rechts) für verschiedene relative Rezeptorlängen , mit , , und . (c) Zweikomponentenmodell, mit die Länge der zweiten Komponente. (d) Simulationsergebnisse für das Zweikomponentenmodell. Gezeigt sind äußere Konzentration (linke Achse) und Aktivität des ersten Rezeptors (rechte Achse) (links), und Konzentrationsverhältnis der Bindung an die zweite Komponente (Mitte) und Aktivität der zweiten Komponente (rechts) für unterschiedliche relative Rezeptorlängen , mit , und , , , und .

Abbildung 4. Vergleich der Energieverlustraten.

Abbildung 4. Vergleich der Energieverlustraten.

(a) Einkomponentenmodell als Reaktion auf den Schrittreiz…

(a) Einkomponentenmodell als Reaktion auf den im Einschub dargestellten Stufenstimulus mit einer Konzentrationsstufenänderung von 1 bis 1,5 mM. (b) Steady-State-Wert für das Modell der bakteriellen Chemotaxis (BC) beschrieben in Methoden und entsprechende Aktivitätsprofile (Einschub). Gleichgewichtsfraktion (Parameter im Einschub) steht für das Verhältnis von Gleichgewichts- und Nichtgleichgewichtsbeiträgen (siehe Methoden ).

Abbildung 5. Gleichgewichts- vs. Nichtgleichgewichtsprozesse in…

Abbildung 5. Gleichgewichts- und Nichtgleichgewichtsprozesse bei der Anpassung.

(a) Bakterielles Chemotaxis-Modell mit zwei Aktivitäten…

(a) Bakterielles Chemotaxis-Modell mit zwei Aktivitätszuständen ( und 1). Der Einfachheit halber ist nur eine Methylgruppe (grüne Raute) dargestellt, die von CheR hinzugefügt und von CheB entfernt wurde. Der rote Pfeil stellt den sinnlosen Zyklus dar, der bei der Anpassung durchgeführt wird. (b) Einkomponentenmodell mit unterschiedlichen Rezeptorzuständen. Zustrom und Ausfluss beschreiben das kontinuierliche Eintreten und Verlassen von Liganden, und die grüne Scheibe repräsentiert intern gebundenen Liganden (externer Ligand ist nicht gezeigt). Bei Anpassung sind alle Einzelreaktionen äquilibriert und genügen einem detaillierten Gleichgewicht. Gestrichelte Pfeile stellen den Bruch des detaillierten Gleichgewichts als Reaktion auf eine Zunahme (orangefarbener Pfeil) oder eine Abnahme (gelber Pfeil) der externen Ligandenkonzentration dar.

Abbildung 6. Anpassungszeit und Falzänderungserkennung.

Abbildung 6. Anpassungszeit und Falzänderungserkennung.

(a) Anpassungszeit des Einkomponentenmodells in…

Abbildung 7. Empfindlichkeit, Reaktionszeit und Ungenauigkeit.

Abbildung 7.Empfindlichkeit, Reaktionszeit und Ungenauigkeit.

(a) Empfindlichkeit, wie in Abb. 1 definiert für…

Abbildung 8. Gradientenerkennung im Einkomponenten-…

Abbildung 8. Gradientenerkennung im Einkomponentenmodell.

(a) Intrazellulär ( ) und extrazellulär (…

(a) Intrazellulär () und extrazellulär () Ligandenkonzentration im Flugzeug zu verschiedenen Zeiten. Anfänglich betragen die Konzentrationen homogen 0,5 mM. Bei Anwendung des linearen Gradienten wird dieser an der Zellrückseite bei auf 0 mM geändert und 1 mM an der Zellfront bei . (b) Zeitverläufe der inneren Konzentration (oben) und der Aktivität (unten) für verschiedene Rezeptorlängen auf der Zellrückseite. (c) Richtungserkennung (oben), wie in Gl. (9) und Polarisation (unten) für verschiedene Rezeptorlängen. Polarisation ist definiert als Differenz zwischen internen Konzentrationen an Positionen und , normiert durch die Konzentration at . (d) Interne Konzentrations- und Aktivitätszeitverläufe für verschiedene Rezeptorlängen an der Zellfront. Sehen Methoden für eine genauere Beschreibung.

Protozellen springen in Aktion

"Einzelne Riesenprotozellen (rot) auf Mikroaktuatorbasis sind an beiden Enden eines mechanisch energetisierten Hydrogel-Filaments (grün) befestigt" Naturchemie (2021). Doi: 10.1038/s41557-021-00728-9. Bildnachweis: S Mann

Ein von der University of Bristol geleitetes Team internationaler Wissenschaftler mit Interesse an Protoliving-Technologien hat heute Forschungsergebnisse veröffentlicht, die den Weg für den Bau neuer halbautonomer Geräte mit potenziellen Anwendungen in miniaturisierter Softrobotik, Mikrosensorik und Biotechnologie ebnen.

Mikroaktuatoren sind Geräte, die Signale und Energie in eine mechanisch angetriebene Bewegung in kleinen Strukturen umwandeln können und in einer Vielzahl fortschrittlicher Mikrotechnologien wichtig sind.

Normalerweise sind Mikroaktuatoren auf externe Änderungen der Schütteigenschaften wie pH und Temperatur angewiesen, um wiederholbare mechanische Umwandlungen auszulösen. Nun, in einer neuen Studie, die heute in . veröffentlicht wurde Naturchemie, Professor Stephen Mann von der School of Chemistry der University of Bristol und das Max Planck Bristol Center for Minimal Biology zusammen mit den Kollegen Drs Ning Gao, Mei Li, Liangfei Tian, ​​Avinash Patil und Pavan Kumar vom Bristol Center for Protolife Research demonstrieren ein neues Ansatz, der interne Veränderungen als Auslöser für signalbasierte Bewegungen nutzt.

In einer Reihe von Experimenten betteten die Forscher erfolgreich Zehntausende von künstlichen zellähnlichen Einheiten (Protozellen) in spiralförmige Filamente eines Polysaccharid-Hydrogels ein, um winzige freistehende Federn herzustellen, die von innen chemisch angetrieben werden.

Das Team belud die Protozellen zunächst mit Urease – einem Enzym, das bei Zufuhr von Harnstoff Karbonationen erzeugt – und fing dann die künstlichen Zellen mit einem selbstgebauten Mikrofluidik-Gerät in einem sich drehenden Strahl aus Calciumalginat-Hydrogel ein.

Sie entdeckten, dass sich die helikalen Filamente beim Einschalten der Urease in Wasser aufrollen und dass die Geschwindigkeit der Längsdehnung zunimmt, je mehr Carbonationen aus den Protozellen in das umgebende Hydrogel entweichen.

Die Kopplung körpereigener chemischer Aktivität an mechanische Bewegung wurde mit dem Aufbrechen von Vernetzungen im Hydrogel durch Entfernung der Calciumionen durch Bildung von Calciumcarbonat-Partikeln vor Ort in Verbindung gebracht, was zu einer langsamen Freisetzung elastischer Energie im federartigen Mikrostrukturen.

Umgekehrt kehrte die Rückgewinnung der Calciumionen durch Auflösen von Calciumcarbonatpartikeln unter Verwendung einer zweiten Population von säureerzeugenden Glucoseoxidase enthaltenden Protozellen, die außerhalb der Filamente angeordnet waren, das Abwickeln um und stellte die ursprüngliche spiralförmige Steigung der freistehenden Federn wieder her.

Basierend auf diesen Beobachtungen nutzten die Forscher die helikalen Protozell-Filamente als Antriebswelle für die Verrichtung protozellangetriebener mechanischer Arbeit. Dazu befestigten sie an jedem Ende des gewendelten Hydrogels eine einzelne „riesige“ Protozelle und nutzten die winzigen Hanteln als freistehende Mikroaktoren (siehe Bild). Die Urease-Aktivität in den beiden riesigen Protozellen reichte aus, um eine seitliche Streckung der Hantel zu bewirken. Die Bewegung könnte eingeschränkt werden, wenn eine der daran befestigten riesigen Protozellen Glucoseoxidase enthält, die das verlorene Kalzium im Hydrogel-Anschluss wiederherstellt. Auf diese Weise konnten durch die On-Board-Verarbeitung chemischer Signale verschiedene Modi der chemisch-mechanischen Transduktion in die Mikroaktoren einprogrammiert werden.

Professor Stephen Mann, Co-Direktor des Max Planck Bristol Center for Minimal Biology (MPBC) in Bristol, sagte: „Wir haben ein langjähriges Interesse an Protoliving-Technologien. Eine zentrale Herausforderung besteht darin, Protozellgemeinschaften mit ihrer Umgebung zu verbinden, um funktionale Beziehungen herzustellen.“ Die neue Arbeit ist ein Schritt in diese Richtung, da sie zeigt, wie endogene chemische Prozesse an ihre energetisierte Umgebung gekoppelt werden können, um ein programmierbares chemo-mechanisches Mikrosystem zu erzeugen.“

Dr. Ning Gao, ebenfalls am MPBC und an der School of Chemistry der University of Bristol, fügte hinzu: "Wir hoffen, dass unser Ansatz die Herstellung neuer Arten weicher adaptiver Mikrostrukturen anregen wird, die über ein erhöhtes Maß an Autonomie arbeiten."


Protozellen springen in Aktion

“Protocell-basierte Mikroaktuator-Einzelriesen-Protozellen (rot) sind an beiden Enden eines mechanisch energetisierten Hydrogel-Filaments (grün) befestigt” Naturchemie (2021). Doi: 10.1038/s41557-021-00728-9. Bildnachweis: S Mann

Ein von der University of Bristol geleitetes Team internationaler Wissenschaftler mit Interesse an Protoliving-Technologien hat heute Forschungsergebnisse veröffentlicht, die den Weg für den Bau neuer halbautonomer Geräte mit potenziellen Anwendungen in miniaturisierter Softrobotik, Mikrosensorik und Biotechnologie ebnen.

Mikroaktuatoren sind Geräte, die Signale und Energie in eine mechanisch angetriebene Bewegung in kleinen Strukturen umwandeln können und in einer Vielzahl fortschrittlicher Mikrotechnologien wichtig sind.

Normalerweise sind Mikroaktuatoren auf externe Änderungen der Schütteigenschaften wie pH und Temperatur angewiesen, um wiederholbare mechanische Umwandlungen auszulösen. Nun, in einer neuen Studie, die heute in . veröffentlicht wurde Naturchemie, Professor Stephen Mann von der University of Bristol’s School of Chemistry und dem Max Planck Bristol Center for Minimal Biology zusammen mit den Kollegen Drs Ning Gao, Mei Li, Liangfei Tian, ​​Avinash Patil und Pavan Kumar vom Bristol Center for Protolife Research demonstrieren ein neuer Ansatz, der interne Veränderungen als Auslöser für signalbasierte Bewegungen nutzt.

In einer Reihe von Experimenten betteten die Forscher erfolgreich Zehntausende von künstlichen zellähnlichen Einheiten (Protozellen) in spiralförmige Filamente eines Polysaccharid-Hydrogels ein, um winzige freistehende Federn herzustellen, die von innen chemisch angetrieben werden.

Das Team belud die Protozellen zunächst mit Urease – einem Enzym, das bei Zufuhr von Harnstoff Karbonationen erzeugt – und fing dann die künstlichen Zellen mit einem selbstgebauten Mikrofluidik-Gerät in einem sich drehenden Strahl aus Calciumalginat-Hydrogel ein.

Sie entdeckten, dass sich die helikalen Filamente beim Einschalten der Urease in Wasser aufrollen und dass die Geschwindigkeit der Längsdehnung zunimmt, je mehr Carbonationen aus den Protozellen in das umgebende Hydrogel entweichen.

Die Kopplung körpereigener chemischer Aktivität an mechanische Bewegung wurde mit dem Aufbrechen von Vernetzungen im Hydrogel durch Entfernung der Calciumionen durch Bildung von Calciumcarbonat-Partikeln vor Ort in Verbindung gebracht, was zu einer langsamen Freisetzung elastischer Energie im federartigen Mikrostrukturen.

Umgekehrt kehrte die Rückgewinnung der Calciumionen durch Auflösen von Calciumcarbonatpartikeln unter Verwendung einer zweiten Population von säureerzeugenden Glucoseoxidase enthaltenden Protozellen, die außerhalb der Filamente angeordnet waren, das Abwickeln um und stellte die ursprüngliche spiralförmige Steigung der freistehenden Federn wieder her.

Basierend auf diesen Beobachtungen nutzten die Forscher die helikalen Protozell-Filamente als Antriebswelle für die Verrichtung protozellangetriebener mechanischer Arbeit. Dazu befestigten sie an jedem Ende des gewendelten Hydrogels eine einzelne “giant”-Protozelle und nutzten die winzigen Hanteln als freistehende Mikroaktoren (siehe Bild). Die Urease-Aktivität in den beiden riesigen Protozellen reichte aus, um eine seitliche Streckung der Hantel zu bewirken. Die Bewegung könnte eingeschränkt werden, wenn eine der daran befestigten riesigen Protozellen Glucoseoxidase enthält, die das verlorene Kalzium im Hydrogel-Anschluss wiederherstellt. Auf diese Weise konnten durch die On-Board-Verarbeitung chemischer Signale verschiedene Modi der chemisch-mechanischen Transduktion in die Mikroaktoren einprogrammiert werden.

Professor Stephen Mann, Co-Direktor des Max Planck Bristol Center for Minimal Biology (MPBC) in Bristol, sagte: “Wir haben ein langjähriges Interesse an Protoliving-Technologien. Eine zentrale Herausforderung besteht darin, Protozellgemeinschaften mit ihrer Umgebung zu verbinden, um funktionale Beziehungen herzustellen. Die neue Arbeit stellt einen Schritt in diese Richtung dar, da sie veranschaulicht, wie endogene chemische Prozesse an ihre energetisierte Umgebung gekoppelt werden können, um ein programmierbares chemo-mechanisches Mikrosystem zu erzeugen”.

Dr. Ning Gao, ebenfalls am MPBC und an der School of Chemistry der University of Bristol, fügte hinzu: “Wir hoffen, dass unser Ansatz die Herstellung neuer Arten weicher adaptiver Mikrostrukturen anregen wird, die über ein erhöhtes Maß an Autonomie arbeiten.”

Enzymgetriebene Protozellen steigen an die Spitze

Zitat:
Protozellen treten in Aktion (2021, 24. Juni)
abgerufen am 25. Juni 2021
von https://phys.org/news/2021-06-protocells-action.html

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University of Bristol: Protozellen kommen in Aktion

Mikroaktuatoren sind Geräte, die Signale und Energie in eine mechanisch angetriebene Bewegung in kleinen Strukturen umwandeln können und in einer Vielzahl fortschrittlicher Mikrotechnologien wichtig sind.

Normalerweise sind Mikroaktuatoren auf externe Änderungen der Schütteigenschaften wie pH und Temperatur angewiesen, um wiederholbare mechanische Umwandlungen auszulösen. In einer neuen Studie, die heute in Nature Chemistry veröffentlicht wurde, haben Professor Stephen Mann von der School of Chemistry der University of Bristol und das Max Planck Bristol Center for Minimal Biology zusammen mit den Kollegen Drs Ning Gao, Mei Li, Liangfei Tian, ​​Avinash Patil und Pavan Kumar vom Bristol Center for Protolife Research demonstriert einen neuen Ansatz, der interne Veränderungen als Auslöser für signalbasierte Bewegungen nutzt.

In einer Reihe von Experimenten betteten die Forscher erfolgreich Zehntausende von künstlichen zellähnlichen Einheiten (Protozellen) in spiralförmige Filamente eines Polysaccharid-Hydrogels ein, um winzige freistehende Federn herzustellen, die von innen chemisch angetrieben werden.

Das Team belud die Protozellen zunächst mit Urease – einem Enzym, das bei Zufuhr von Harnstoff Karbonationen erzeugt – und fing dann die künstlichen Zellen mit einem selbstgebauten Mikrofluidik-Gerät in einem sich drehenden Strahl aus Calciumalginat-Hydrogel ein.

Sie entdeckten, dass sich die helikalen Filamente beim Einschalten der Urease in Wasser aufrollen und dass die Geschwindigkeit der Längsdehnung zunimmt, je mehr Carbonationen aus den Protozellen in das umgebende Hydrogel entweichen.

Die Kopplung körpereigener chemischer Aktivität an mechanische Bewegung wurde mit dem Aufbrechen von Vernetzungen im Hydrogel durch Entfernung der Calciumionen durch Bildung von Calciumcarbonat-Partikeln vor Ort in Verbindung gebracht, was zu einer langsamen Freisetzung elastischer Energie im federartigen Mikrostrukturen.

Umgekehrt kehrte die Rückgewinnung der Calciumionen durch Auflösen von Calciumcarbonatpartikeln unter Verwendung einer zweiten Population von säureerzeugenden Glucoseoxidase enthaltenden Protozellen, die außerhalb der Filamente angeordnet waren, das Abwickeln um und stellte die ursprüngliche spiralförmige Steigung der freistehenden Federn wieder her.

Basierend auf diesen Beobachtungen nutzten die Forscher die helikalen Protozell-Filamente als Antriebswelle für die Verrichtung protozellangetriebener mechanischer Arbeit. Dazu befestigten sie an jedem Ende des gewendelten Hydrogels eine einzelne „riesige“ Protozelle und nutzten die winzigen Hanteln als freistehende Mikroaktoren (siehe Bild). Die Urease-Aktivität in den beiden riesigen Protozellen reichte aus, um eine seitliche Streckung der Hantel zu bewirken. Die Bewegung könnte eingeschränkt werden, wenn eine der daran befestigten riesigen Protozellen Glucoseoxidase enthält, die das verlorene Kalzium im Hydrogel-Anschluss wiederherstellt. Auf diese Weise konnten durch die On-Board-Verarbeitung chemischer Signale verschiedene Modi der chemisch-mechanischen Transduktion in die Mikroaktoren einprogrammiert werden.

Professor Stephen Mann, Co-Direktor des Max Planck Bristol Center for Minimal Biology (MPBC) in Bristol, sagte: „Wir haben ein langjähriges Interesse an Protoliving-Technologien. Eine zentrale Herausforderung besteht darin, Protozellgemeinschaften mit ihrer Umgebung zu verbinden, um funktionale Beziehungen herzustellen. Die neue Arbeit ist ein Schritt in diese Richtung, da sie zeigt, wie endogene chemische Prozesse an ihre energetisierte Umgebung gekoppelt werden können, um ein programmierbares chemomechanisches Mikrosystem zu erzeugen.“

Dr. Ning Gao, ebenfalls am MPBC und an der School of Chemistry der University of Bristol, fügte hinzu: „Wir hoffen, dass unser Ansatz die Herstellung neuer Arten weicher adaptiver Mikrostrukturen anregen wird, die über ein erhöhtes Maß an Autonomie arbeiten.“


Energieumwandlung in Protozellen mit natürlichen Nanoleitern

Während ein Großteil der Nanotechnologie Festkörpergeräte nutzt, präsentieren wir hier die Analyse von Designs für hybride organisch-anorganische biomimetische Geräte, „Protozellen“, basierend auf Anordnungen von natürlichen Ionenkanälen und Ionenpumpen, „Nanoleitern“, die in synthetische gestützte Lipid-Doppelschichtmembranen integriert sind . Diese Protozellen ahmen das Energieumwandlungsschema natürlicher Zellen nach und können direkt Strom abgeben. Die elektrogenen Mechanismen wurden analysiert und die Designs mit numerischen Modellen optimiert. Die Parameter, die die Energieumwandlung beeinflussen, werden quantifiziert und durch numerische Optimierung wurden Grenzen für die Geräteleistung gefunden. Die elektrogene Leistung wird mit konventionellen und neuen Technologien verglichen und auf Ragone-Diagrammen aufgetragen, um direkte Vergleiche zu ermöglichen. Die hier zusammengefassten Protozellentechnologien können für die Energieumwandlung von Nutzen sein, wenn große Ionenkonzentrationsgradienten verfügbar sind (wie der Schnittpunkt von Süß- und Salzwasserquellen) oder für kleine Geräte, bei denen eine niedrige Leistungsdichte akzeptabel wäre.

1. Einleitung

Protozellen sind vereinfachte, synthetische Versionen natürlicher Zellen, die für bestimmte Funktionen konstruiert werden können. Die hier beschriebenen Protozelldesigns bestehen aus gut charakterisierten molekularen Komponenten und können so gestaltet werden, dass sie die Energieumwandlung maximieren [1, 2]. Unsere Protozellen-Designs sind von natürlichen Zellstrukturen inspiriert, aber kein einfaches Duplikat natürlicher Zellen. Diese Protozellen haben eine oder mehrere Lipiddoppelschichten [3–5], Membranen aus Rücken-an-Rücken-Monoschichten aus amphiphilen Lipidmolekülen, die durch hydrophobe Wechselwirkungen gebildet werden, mit geeigneten Nanoleitern [1, 6–10], um die Leistungsziele zu erreichen. Die Lipiddoppelschichten würden stabilisiert, beispielsweise auf einem mesoporösen Siliciumdioxid [11] oder Nanofaserträger [12]. Die in die Membranen eingebauten Nanoleiter können entweder natürliche oder künstlich hergestellte [13] Membranproteine ​​sein, einschließlich Ionenkanälen und Ionenpumpen [1, 6–10, 14] sie sind für die Regulierung des Ionenflusses durch die Lipiddoppelschicht verantwortlich. Kanäle lassen Ionen passiv entlang des elektrochemischen Gradienten wandern und können so gesteuert werden, dass sie sich als Reaktion auf chemische, mechanische oder elektrische Signale öffnen und schließen, während Pumpen Ionen aktiv gegen den elektrochemischen Gradienten bewegen, aber Energiezufuhr benötigen, zum Beispiel aus der ATP-Hydrolyse [15 , 16]. Der Ionentransport wird im Kontext der Biologie und Neurowissenschaften natürlicher Zellen umfassend untersucht [14, 16, 17]. Die hier beschriebenen Protozellen nutzen und erweitern die in natürlichen Zellen gefundenen elektrischen Energieumwandlungsmechanismen, indem sie optimierte Kombinationen von Nanoleitern zusammenstellen, um die Energieabgabe zu maximieren.

Neue Energieumwandlungsgeräte basieren auf einer Vielzahl von Technologien, darunter Festkörpermaterialien, die auf thermoelektrischen [18–20], piezoelektrischen [21, 22] und photovoltaischen [23, 24] Effekten basieren. Thermoelektrische Geräte wandeln einen Wärmegradienten in elektrische Spannung um Diese Geräte erfordern die ungewöhnliche Kombination aus guter elektrischer Leitfähigkeit und schlechter Wärmeleitfähigkeit, zum Beispiel Wismuttellurid (Bi2Te3) oder deren Legierungen mit Selen [18–20, 25, 26] ist der Wirkungsgrad der Energieumwandlung thermoelektrischer Geräte noch gering (<10%) [18, 19]. Piezoelektrische Geräte wandeln mechanische Spannung in Ladung um, basierend auf dem spannungsinduzierten Ladungstrennungseffekt piezoelektrischer Materialien wie Quarzkristallen [21, 22] oder ZnO-Nanodrähten [27]. Die Energieabgabe von piezoelektrischen Geräten ist jedoch gering (10 4 J·m −3 ) [28, 29] können diese Geräte nur Anwendungen mit sehr geringer Leistungsaufnahme (<mW) befriedigen [30, 31]. Und natürlich wandeln Photovoltaik-Geräte Lichtenergie in Strom um. Single-Junction-Dünnschicht-Photovoltaikgeräte haben eine Energieumwandlungseffizienz von bis zu 25 % [32–34]. Anorganische Photovoltaik-Mehrfachübergangszellen wandeln breitere Bereiche des verfügbaren Spektrums in Elektrizität um 42% [23, 24].

Im Gegensatz zu diesen Festkörpermaterialien weisen einzelne biologische Komponenten eine deutlich höhere Energieumwandlungseffizienz auf. Zum Beispiel Na + /K + -ATPase, die allgegenwärtige Ionenpumpe, die transmembrane Na + - und K + -Gradienten aufrechterhält, pumpt Na + und K + aktiv gegen ihre Ionengradienten mit einer Effizienz von 75% bis 80% unter Verwendung von Energie aus ATP Hydrolyse [35, 36]. Ein weiteres Transmembranprotein, F1-ATPase, soll die freie Energie der ATP-Hydrolyse in die Rotation von F . umwandeln1 Motor mit einem Wirkungsgrad nahe 100 % [37–40]. Keine dieser Zahlen berücksichtigt jedoch Verluste im Rest des ATP-Energiezyklus.

Derzeitige biologische Energieumwandlungsschemata beruhen normalerweise auf der Bildung eines Zwischenprodukts (Öl, Zucker, Ethanol usw.), das raffiniert und zur Stromerzeugung verbrannt werden kann [41, 42] mit erheblichen Verlusten in diesem Schritt, jedoch wandeln Zellen auch chemische Energie direkt in Aktionspotenziale umzuwandeln, und wir waren daran interessiert, diesen „direkten Strom“-Ansatz zu erforschen, der die Verbrennungs-/Brennstoffzellenverluste eliminiert. Zum Beispiel, Elektrophorus electricus erzeugt Strom, um in trübem Wasser zu spüren, Beute zu betäuben und Raubtiere abzuwehren [43, 44]. Ein ausgewachsener Zitteraal kann eine beachtliche elektrische Spannung (Leerlauf) von 400 V bis 600 V erzeugen [8, 44, 45] mit Stromspitzen (Kurzschluss) von 1 A [45, 46]. Die Elektrizität wird durch das kollektive Verhalten seiner elektrogenen Zellen, der „Elektrozyten“, unter der Synchronisation seiner elektromotorischen Neuronen erzeugt [8, 45, 47] (Abbildung 1(a)). Der Elektrozyt erzeugt Strom in Form von Aktionspotentialen, die jeder Elektrozyt produzieren kann 150 mV transzelluläres Potential mit typischen Dauern in der Größenordnung von 3 ms [8, 45]. Viele andere natürliche Zellen produzieren Aktionspotentiale mit unterschiedlicher Amplitude und Dauer. Zum Beispiel erzeugt ein Tintenfisch-Riesenaxon 100 mV für 1 ms [17, 48–52]. Der Strom wird aus dem transmembranen Ionengradienten durch diese Zellmembranen durch Membranprotein-regulierten Ionentransport umgesetzt [8, 17, 45].


Der elektrogene Mechanismus und die Leistung einer Protozelle mit Wechselstromausgang. (a) Die Anatomie des Zitteraals [1]. (b) und (c) Der Elektrozyt im Ruhe- und im stimulierten Stadium [1].(d) Die berechneten Spannungsausgaben des Elektrozyts und der optimal konfigurierten künstlichen Protozelle.

Künstliche Protozellen, die entworfen wurden, um die Energieumwandlungsschemata natürlicher elektrogener Zellen nachzuahmen und zu maximieren, sind ein faszinierender Ansatz zur Energieumwandlung, der auf den jüngsten Fortschritten in der synthetischen Biologie und Nanotechnologie aufbaut.

2. Elektrogener Mechanismus von Protozellen

Im Elektrozyt sind die für die Aktionspotentialbildung notwendigen Transmembranproteine ​​asymmetrisch auf zwei Primärmembranen verteilt (Abbildung 1(b)), die durch isolierende Septen getrennt sind [8, 43–45]. Die nichtinnervierte Membran weist hohe Dichten von Na + /K + -ATPase-Pumpen, K + -Kanälen und Cl − -Kanälen auf, die ein Ruhepotential von . aufrechterhalten −85 mV [8, 45, 53]. Die innervierte Membran enthält eine hohe Dichte an Acetylcholinrezeptoren (AChRs) und spannungsgesteuerten Na + -Kanälen, die für die Aktivierung des Aktionspotentials (AP) verantwortlich sind, es gibt auch nach innen gerichtete Gleichrichter K + -Kanäle (Kirs) [8], Gated K + -Kanäle (Kvs) [9] und Leckkanäle [8] auf der innervierten Membran.

Bei Bindung eines chemischen Agonisten, Acetylcholin (ACh), werden die ACh-Rezeptoren (AChR) für Na + - und K + -Kationen durchlässig. Die Öffnung von AChRs depolarisiert die innervierte Membran, was die Öffnungswahrscheinlichkeit spannungsgesteuerter Na + -Ionenkanäle erhöht (Abbildung 1(c)) [6, 8, 44]. Wenn positiv geladene Ionen (Na + ) in die Zelle strömen, erhöht sich das innervierte Membranpotential weiter, was die Öffnung zusätzlicher spannungsgesteuerter Na + -Kanäle fördert. Diese Kaskade, bei der ACh-Rezeptoren eine große Anzahl von spannungsgesteuerten Na + -Kanälen öffnen, führt zur Bildung eines AP auf der innervierten Membran. Die Kanäle des Einwärtsgleichrichters K + sind während dieser Phase geschlossen, was den Anstieg des Membranpotentials beschleunigt. In der Spitze beträgt das innervierte Membranpotential +65 mV [8, 53]. Aufgrund des Vorhandenseins zahlreicher spannungsgesteuerter Na + -Ionenkanäle auf der innervierten Membran kann der Elektrozyt auch elektrisch stimuliert werden, dh Strom injiziert werden, um die innervierte Membran zu depolarisieren [54, 55].

Es gibt keine AChRs oder spannungsgesteuerten Na + -Ionenkanäle auf der nicht innervierten Membran des Elektrozyts (Abbildung 1(c)) [8, 45, 53]. Daher kann diese Membran weder auf chemische noch auf elektrische Reize reagieren. Das nichtinnervierte Membranpotential bleibt -85 mV aufgrund von ATPase-, K + -Kanal- und Cl - -Kanal-Aktivitäten [8, 45, 53]. An der Spitze eines Aktionspotentials erreicht die innervierte Membran ein Transmembranpotential von +65 mV, was zu einem Gesamtwert von 150 mV Spannungsausgang an jedem Elektrozyt (Abbildung 1(c)) [8, 45, 53]. Dieses transzelluläre Potential wird mit der seriellen Verbindung mehrerer Elektrozyten summiert. Damit ein Zitteraal 600 V erzeugen kann, müssen mindestens 4000 Schichten von Elektrozyten in Reihe geschaltet sein [53]. In jeder Schicht sind mehrere Elektrozyten parallel geschaltet, um den Strom zu erhöhen (Abbildung 1 (a)). Die isolierenden Septen aus dichtem Bindegewebe [44, 56] trennen die innervierte Membran und die nicht innervierte Membran und verhindern, dass die elektrische Ladung im Fisch kurzgeschlossen wird (Abbildung 1(a)).

Nach der Spitze des Aktionspotentials wird die innervierte Membran mit der Inaktivierung von Na + -Kanälen [6] und der Öffnung von einwärts gerichteten Gleichrichterkanälen und spannungsgesteuerten K-Kanälen [8, 9] repolarisiert. Der Leckionenfluss beschleunigt die Wiederherstellung des Membranpotentials in den Ruhezustand weiter [57].

Während des Aktionspotentials tritt ein erheblicher Ionenfluss durch die offenen Ionenkanäle auf, was zu einem elektrischen Nettostrom (elektrischer Ladungsfluss) von der innervierten Membran zur nicht innervierten Membran führt. Der notwendige Ionenkonzentrationsgradient wird durch die langsame und stetige Wirkung von Ionenpumpen, Na + /K + -ATPase, aufrechterhalten, die auf Energie aus der ATP-Hydrolyse beruhen [35, 36, 58].

Eine Protozelle mit der gleichen Ionenkanäle/Pumpen-Konfiguration wie der natürliche Elektrozyt kann den elektrogenen Mechanismus des natürlichen Zitteraals nachahmen. Eine solche Protozelle erzeugt den Strom in Form eines Aktionspotentials, d. h. als Wechselstrom (AC)-Ausgang. Der Ionengradient in dieser Protozelle wird durch ATP-betriebene Ionenpumpen, zum Beispiel Na + /K + -ATPase, erzeugt und kann wieder aufgeladen werden [35, 36, 58]. Wenn andere molekulare Komponenten hinzugefügt wurden, wie Bakteriorhodopsin und

Synthase [59–62] könnte diese Protozelle durch Lichtenergie wieder aufgeladen werden.

Eine wiederaufladbare Protozelle mit Wechselstromausgang erfordert konzertierte Interaktionen auf Systemebene mehrerer Arten von Ionenkanälen und mindestens einer Art von Ionenpumpe [1]. Eine vereinfachte Version, die auf nur eine Art von Ionenkanal (oder Kanalanalogon) reduziert ist, würde die Fähigkeit zum Wiederaufladen fehlen, wäre aber einfacher herzustellen und könnte einen vorhandenen Ionenkonzentrationsgradienten in Gleichstrom umwandeln, wie in Abbildung 2 (a) gezeigt. .


(ein)
(B)
(C)
(ein)
(B)
(C) Der elektrogene Mechanismus und die Leistung einer Protozelle mit Gleichstromausgang. (a) Schema dieser Protozelle (nicht maßstabsgetreu) [2] (b) das mikroskopische Bild der Struktur dieser Protozelle (Maßstabsbalken: 1 mm) (c) die berechnete Spannungsabgabe dieser Protozelle unter Verwendung eines Kationen- selektiver Kanal (MTSES-behandeltes G133C α-HL-Mutante), basierend auf veröffentlichten Kanalparametern [63]. Die Gesamtspannungsausgabe (

) ist mit dem Beitrag des Ionentransports durch die Kanäle (

) und Beiträge der Elektroden (

Ein Schema für eine Protozelle mit Gleichstromausgang besteht aus zwei Wassertröpfchen mit unterschiedlichen anfänglichen Salzkonzentrationen, suspendiert in einem nicht mischbaren Träger, wie einer Mischung aus Öl und Lipid. Aufgrund der hydrophoben Wechselwirkungen wird die Oberfläche des Wassertröpfchens von einer Monoschicht aus Lipid bedeckt, wenn die beiden Wassertröpfchen in Kontakt gebracht werden, eine Lipiddoppelschicht bildet sich an der Grenzfläche der beiden Wassertröpfchen (wie in Abbildung 2 (a) gezeigt) ) [64–68]. Das Vorhandensein der Doppelschicht verhindert das Verschmelzen der beiden Wassertröpfchen (Abbildung 2(b)). Wenn ein ionenselektiver Kanal (oder ein synthetisches Analogon) an der Grenzfläche eingefügt wird, fließen Ionen vom hochkonzentrierten Tröpfchen zum niederkonzentrierten.

Natürliche Ionenkanäle sind nicht sehr stabile, synthetische Kanalanaloga, wie z S. aureusα-Hämolysin (α-HL) sind nützliche Plattformen, um die gewünschte Kanalleistung einzuwählen. Der Wildtyp α-HL ist normalerweise schwach anionenselektiv [69, 70] es kann auch durch Protein-Engineering mit oder ohne weitere chemische Modifikation kationenselektiv gemacht werden [63, 71] z berichtet mit einer Kationenselektivität von 170 (

Wenn kationenselektive Kanäle in die Doppelschicht an der Grenzfläche zweier Tröpfchen eingefügt werden (Abbildung 2(a)), kommt es zu einem unausgeglichenen Ionentransport, der eine Ladungstrennung zwischen den Tröpfchen verursacht. Diese Ladungstrennung führt zu einer Potentialdifferenz. Darüber hinaus tragen aufgrund der unterschiedlichen chemischen Aktivitäten von Elektroden, die in Tröpfchen mit unterschiedlichen Salzkonzentrationen eingetaucht sind [72, 73], auch die Elektrodenreaktionen zur Potentialdifferenz bei. Der Gesamtspannungsausgang eines solchen Systems ist die Kombination der Beiträge des selektiven Ionentransports und der Elektrodenreaktionen in den verschiedenen Lösungen. Der Ausgang kann einen externen Stromkreis mit Strom versorgen, der als Widerstand (R) modelliert ist, wie in Abbildung 2(a) gezeigt.

3. Elektrogene Leistung von Protozellen

Vor dem Design eines künstlichen Elektrozyts entwickelten wir ein quantitatives Modell (wie in [1] beschrieben), um den elektrogenen Mechanismus im natürlichen Elektrozyt von zu beschreiben Elektrophorus electricus und um den Einfluss molekularer Parameter auf die elektrogene Leistung der Zelle zu bewerten, diente das numerische Modell dazu, das Design der Protozelle zu leiten, um die elektrogene Leistung zu optimieren.

Kurz zusammengefasst wird der Ionenstrom durch die innervierte Membran des Elektrozyts (Abbildung 1(b)) durch das Hodgkin-Huxley-Modell [17] beschrieben, mit Strömen durch die AChR- und Kir-Kanäle

Wo ist der Strom durch die innervierte Membran, ist die Membrankapazität und ist das Membranpotential.

ist der maximale Leitwert des spannungsgesteuerten K + -Kanals, bestimmt die Offenwahrscheinlichkeit des K + -Kanals, ist das Gleichgewichtspotential von K + -Ionen

und sind diejenigen von Na + -Kanälen, steuert die Aktivierung von Na + -Kanälen und bestimmt die Inaktivierung von Na + -Kanälen.

ist die Leitfähigkeit des Leckkanals und ist das Potenzial, bei dem der Leckstrom Null ist. ist der Strom durch die einwärts gerichteten Gleichrichterkanäle. ist der Strom durch AChR.

Auf der nichtinnervierten Membran befinden sich K + - und Cl - -Ionenkanäle sowie Na + /K + -ATPase. Der Ionenstrom durch den Ionenkanal in der nichtinnervierten Membran (Abbildung 1(

)) wird durch die Goldman-Hodgkin-Katz-Stromgleichung [6] beschrieben, die den Strom durch einen Kanal als Funktion des Membranpotentials und des Ionengradienten abbildet. Der aktive Transport von Ionen durch Na + /K + -ATPase auf der nichtinnervierten Membran wurde mit Michaelis-Menten-Kinetik bei einem Verhältnis von drei Na + -Ionen pro zwei K + -Ionen modelliert [74, 75].

Die fehlenden physiologischen Parameter wurden numerisch gefunden, indem der Modellstromausgang mit den Nuancen der gemessenen Aktionspotentialkurve auf dem natürlichen Elektrozyt mit nichtlinearen kleinsten Quadraten abgeglichen wurde [76, 77].

Die Spannungsausgabe des natürlichen Elektrozyts ist in der oberen Spur von Abbildung 1 dargestellt (

). Das Design der Protozelle wurde numerisch optimiert, um die elektrogene Leistung zu maximieren. Das Design der Protozelle begann als eine Liste natürlicher Nanoleiter (dh Ionenkanäle/Pumpen), grundlegender biophysikalischer Parameter (Ionenpermeabilitäten, zwei isolierende Membranen usw.). Das Ziel der numerischen Optimierung bestand darin, die elektrogene Leistung zu maximieren (z. Einzelimpuls-Energieabgabe, Leistungsdichte oder Energieumwandlungseffizienz) des Protozellen-Designs.

Die elektrische Energieabgabe einer künstlichen Zelle ist definiert als

Wo ist die elektrische Leistung und und sind die angelegte Spannung und der Strom im Laufe der Zeit, T. Die Einzelimpulsenergieabgabe ist definiert als die Energieabgabe während eines Auslösens des Aktionspotentials. Die Leistungsdichte ist definiert als die Energieabgabe einer einzelnen Zellschicht in einer Zeiteinheit und mit einer Flächeneinheit der Zellmembran.

Der Wirkungsgrad der Energieumwandlung Φ der AC-Protozelle ist definiert als

Wo ist die Arbeit, die über den externen Kreislauf verrichtet wird, ist die Energiezufuhr durch die elektrischen Reize, ist die Energie aus der ATP-Hydrolyse von Na + /K + -ATPase und (etwa 75% bis 80%) [78] ist die Energieumwandlungseffizienz der ATP-Biosynthese durch Oxidation von Glucose oder Fettsäuren. Der Konzentrationsgradient der Transmembran-Ionen der Zelle wird durch Na + /K + -ATPase aufrechterhalten. Die Pumpen werden durch ATP-Hydrolyse betrieben [58], verbrauchen

Die numerische Optimierung erzeugt eine Konfiguration für die Protozelle, die das Designziel am besten erreicht. Konsequente nichtlineare numerische Optimierung [76, 77] wurde verwendet, um das Design zu leiten. Eine der Beschränkungen bestand darin, die Gesamtkanaldichte auf jeder Membran beizubehalten, während die Dichte der einzelnen Kanaltypen im Algorithmus geändert werden durfte. Die resultierende Protozelle, die für die elektrogene Leistung optimiert ist, mit den gleichen Gesamtkanaldichten wie der natürliche Elektrozyt, kann Aktionspotentiale erzeugen, die länger dauern als der natürliche Elektrozyt (Abbildung 1( )). Das Protozellendesign hat sowohl eine höhere Leistungsabgabe als auch eine höhere Energieumwandlungseffizienz als ein natürlicher Elektrozyt (Tabelle 1). Eine optimal konfigurierte Protozelle produziert voraussichtlich 0,545 W·m −2 pro Zelle die Leistungsdichte der Protozellen wäre linear von den Schichten der Protozellen abhängig ein Protozellenarray mit Abmessungen

könnte ununterbrochen 300 . liefern μW eine ausreichende Energiequelle gegeben.

W·h·kg –1 ). Diese auf maximale Energiedichte ausgelegte Protozelle (

Die elektrogene Leistung der für die DC-Ausgabe optimierten Protozelle wurde ebenfalls mit einem numerischen Modell (wie in [2] beschrieben) quantitativ analysiert. In dieser Protozelle besteht das elektrische Potenzial ( ) aus zwei Komponenten (Abbildung 2(c)): (1) dem elektrischen Potenzial ( ), aufgrund der Ionenbewegung durch die ionenselektiven Membranproteine, z. α-HL-Mutanten (2) das Elektrodenpotential ( ), aufgrund der unterschiedlichen Aktivitäten der beiden Elektroden in Lösungen unterschiedlicher Ionenkonzentration

Das Elektrodenpotential ( ) ist eine Funktion der Chloridionenkonzentrationen in den beiden Tröpfchen [72, 73]:

und sind die chemischen Aktivitäten der Chloridionen um die beiden Elektroden ist der Aktivitätskoeffizient der Ionen im Tröpfchen ist die Molalität (mol·kg −1 ) des Tröpfchens und sind die für das Tröpfchen . ist die Gaskonstante ist die Temperatur ist die Faraday-Konstante.

Das Potential aus dem unausgeglichenen Ionentransport durch das ionenselektive α-HL-Mutanten, wird durch eine vereinfachte Version des Hodgkin-Huxley-Modells [17] dargestellt:

ist der Strom durch die Lipiddoppelschicht ist die Membrankapazität und sind die K + und Cl − Leitfähigkeiten des α-HL-Mutanten und sind die Umkehrpotentiale von K + und Cl – -Ionen.

Der Gesamtspannungsausgang ( ) dieser Protozelle wird nach den Kirchhoffschen Gesetzen durch die externe Schaltung elektrisch gekoppelt (Abbildung 2(a)). Wie in Fig. 2(c) zu sehen ist, ist der Gesamtspannungsausgang die Summe des Potentials aufgrund des unausgeglichenen Ionentransports und des Potentials aufgrund der chemischen Aktivitäten der Elektroden in den verschiedenen Lösungen. Im Laufe der Zeit nimmt der Protozelle vom Anfangswert aufgrund des Schrumpfens des Ionengradienten durch die Lipiddoppelschicht ab, der bei diesem Verfahren sowohl aus dem Ionenaustausch durch die Proteine ​​als auch aus dem Wasseraustausch durch die Lipiddoppelschicht resultiert, die relativen Tröpfchengrößen kann im Laufe der Zeit variieren. Die Schrumpfung des Ionengradienten verursacht die Abnahme von (6) und (5). Schließlich erreichen die Ionenkonzentrationen in den beiden Tröpfchen ein Gleichgewicht, was das Ende der Lebensdauer dieser Protozelle ist. Während ihrer Lebensdauer gibt die Protozelle Strom ab, um den externen Stromkreis zu versorgen (Abbildung 2(a)) die Gesamtenergieleistungsdichte (

) dieser Protozelle ist definiert als

ist die Energieabgabe der Protozelle (m 3 ) ist das Volumen der Protozelle.

Der Wirkungsgrad der Energieumwandlung ist definiert als das Verhältnis der abgegebenen Energie zu der im Ionenkonzentrationsgradienten gespeicherten freien Energie. Die im Konzentrationsgradienten gespeicherte unitäre freie Energie,

und (mol·L –1 ) sind die Ionenkonzentrationen der beiden Tröpfchen und sind die Gaskonstante und die Temperatur.

Die kritischen Parameter, die die elektrogene Leistung beeinflussen (z. B. Energieabgabedichte und Energieeffizienz) sind die Ionenselektivität und Kanaldichte (unter Verwendung von α-HL-Mutanten im Modell), die Lipiddoppelschichtfläche, die anfänglichen Ionenkonzentrationen und die Volumina der beiden Tröpfchen und der äußere Widerstand. Das Design wurde numerisch optimiert, indem diese Geräteparameter unter Verwendung eines eingeschränkten nichtlinearen Optimierungsalgorithmus variiert wurden [76, 77]. Die Beschränkungen umfassen die Löslichkeit der Ionen im Wasser und die Obergrenze der Kanaldichte in der Membran. Die Zielfunktion war die gesamte elektrogene Leistung der Protozelle über ihre Lebensdauer – entweder die Energiedichte oder die Energieumwandlungseffizienz. Der Optimierungsalgorithmus variiert die Parameter und bewertet die elektrogene Leistung der Protozelle bei diesem Parametersatz Optimierung oder die Parameter weiter zu variieren, um die elektrogene Leistung zu maximieren.

Es wird geschätzt, dass das Design, das für die maximale Energiedichteausgabe optimiert ist, J·m −3 Energie erzeugt (1,92 W·h·kg −1 ), bei einer geschätzten Energieumwandlungseffizienz von 10 % beträgt die Energiedichte 5% der einer Blei-Säure-Batterie [82, 83]. Die berechnete Energieabgabe einer Protozelle, die optimal für hohe Energiedichte ( J·m −3 ) konfiguriert ist, mit zwei Tröpfchenpaaren mit Durchmessern von 3,9 cm und 3,3 cm zeigt, dass sie ein typisches elektronisches Gerät (20 mW) für ca. 10 h.

Ein höherer Energieumwandlungswirkungsgrad kann auf Kosten einer Verringerung der Energiedichte erreicht werden. Die für diese Protozellen berechnete maximale Energieumwandlungseffizienz erreichte 48%, aber an diesem Punkt ist die Energiedichte ziemlich niedrig (J·m –3 ) und für tragbare Anwendungen nicht praktikabel.

Ragone-Diagramme [84–87] vergleichen die Leistung elektrischer Energiespeicher und geben eine Darstellung der Energiedichte in Bezug auf die Geschwindigkeit, mit der die Energie abgegeben werden kann (z. B. Leistungsdichte). Herkömmliche Batterien und Kondensatoren fallen im Allgemeinen an unterschiedliche Enden eines Ragone-Diagramms: Batterien liefern im Allgemeinen über längere Zeiträume begrenzte Leistung [84–86] Kondensatoren liefern im Allgemeinen für kurze Zeiträume größere Impulse [87]. Die Ragone-Positionen des natürlichen Elektrozyts, der Protozelle mit AC-Ausgang und der Protozelle mit DC-Ausgang sind zusammen mit anderen Technologien als Referenz in Abbildung 3 dargestellt Konfiguration als natürlicher Elektrozyt) wird auf 0,427 W·m –2 ·Zelle –1 geschätzt, jede Zellschicht ist 130 μm breit, wenn die Massendichte des Elektrozyts mit kg·m −3 (der Hauptbestandteil ist Wasser) angenommen wird, wird die Leistungsdichte des natürlichen Elektrozyts auf 3,28 W·kg −1 geschätzt, die Leistungsdichte der Protozelle mit optimierte Konfiguration wird auf 4,19 W·kg –1 geschätzt (Tabelle 1). Auf Anregung, Elektrophorus electricus kann über sein Hauptorgan stundenlang Aktionspotentiale ohne Anzeichen von Erschöpfung erzeugen [80, 81] die Positionen des natürlichen Elektrozyts und der AC-Protozelle mit optimalem Design sind markiert („○“ und „+“) basierend auf Simulationsergebnissen unter der Annahme eines -Stunde kontinuierliche Energieabgabe, aber ihre tatsächliche Energiedichte kann sogar noch höher sein, wenn genügend ATP zur Verfügung steht. Daher wird die Position der AC-Protozelle im Ragone-Diagramm durch ein Parallelogramm beschrieben sogar größer als die aktuelle Schätzung mit genügend ATP zeigt der horizontale Bereich des Parallelogramms den Leistungsbereich von AC-Protozellen von anfänglichen Entwurfsparametern bis zu optimalen Entwurfsparametern an.


Ragone-Diagramm zum Vergleich des natürlichen Elektrozyts, AC-Protozellen und DC-Protozellen mit herkömmlichen Batterien, Kondensatoren und anderen Energieumwandlungsgeräten, einschließlich piezoelektrischer, thermoelektrischer und photovoltaischer Geräte (Daten für diese anderen Geräte aus [28, 85, 86, 88–90 ]). Die AC-Protozellenleistung wird durch ein Parallelogramm beschrieben, der untere Rand zeigt die Leistung der AC-Protozellen von den anfänglichen Designparametern (dh dem natürlichen Elektrozyt, markiert mit „○“) bis zu den optimalen Designparametern (markiert mit „+“) bei 1 h Dauerleistung der obere Rand zeigt die Leistung von AC-Protozellen bei 10 h Dauerleistung die linke und rechte Seite geben die Leistung von AC-Protozellen von 1 h bis 10 h wieder.

Die für Gleichstrom ausgelegte Protozelle erzeugt schätzungsweise J·m −3 , entsprechend 1,92 Wh·kg −1 die durchschnittliche Leistungsdichte beträgt 12,6 W·kg −1 , berechnet aus der Energiedichte und der Lebensdauer der Protozelle ( Lebensdauer ist in diesem Fall durch die Anfangskonzentration und die Entladungsrate begrenzt). Die Lebensdauer skaliert linear mit dem Volumen Tropfen mit 10-mal größerem Durchmesser haben ein 1000-mal größeres Volumen und hätten eine 1000-mal längere Lebensdauer, aber die für die Ausgabe verfügbare Gesamtenergiedichte bliebe gleich bei 1,92 Wh·kg -1 . Daher wird die Position der Protozelle mit DC-Ausgang im Ragone-Diagramm durch einen Stern (*) mit gestrichelten Linien dargestellt, was darauf hinweist, dass je nach Tröpfchengröße die gleiche Energiedichte langsamer und bei geringerer Leistungsdichte als die Ergebnisse basierend auf einer Konfiguration, die mit Tröpfchen von 254 nL und 146 nL berechnet wurde. Die Energiedichte der DC-Protozelle ist 5% der einer Blei-Säure-Batterie [82, 83] ist die Leistungsdichte der DC-Protozelle vergleichbar mit herkömmlichen Batterien. Verglichen mit anderen alternativen Energieumwandlungsgeräten (Abbildung 3) ist die elektrogene Leistung von Protozellen viel besser als die von piezoelektrischen Geräten und vergleichbar mit der von thermoelektrischen und photovoltaischen Geräten. Die photovoltaischen Geräte haben eine dramatisch schlechtere Leistung (z. B. die Leistungsdichte von 10 μW·cm −2 ) bei Verwendung in Innenräumen als im Freien (Leistungsdichte von

μW·cm –2 ) im Vergleich zur Innenleistung haben die Protozellen eine größere Leistungsdichte als die Photovoltaikvorrichtungen. Darüber hinaus kann die Wechselstrom-Protozelle mit einer biologischen Energiequelle, beispielsweise ATP, aufgeladen werden, was für den Antrieb implantierbarer Geräte attraktiv erscheint.

Die hier zusammengefassten Protozellentechnologien können für die Energieumwandlung von Nutzen sein, wo große Ionenkonzentrationsgradienten verfügbar sind (wie der Schnittpunkt von Süß- und Salzwasserquellen) und für solche Anwendungen, bei denen eine niedrige Leistungsdichte kein limitierender Faktor ist.

4. Fazit

Protozellen bieten durch den Zusammenbau natürlicher und synthetischer nanoskaliger Leiter (z. B. Ionenkanäle/Pumpen) einen neuen Ansatz, um chemische Energie (oder in einem Konzentrationsgradienten gespeicherte Energie) in Elektrizität umzuwandeln. Die elektrogene Leistung dieser Protozellen wurde numerisch modelliert und durch Optimierung effektiv verbessert. Die optimierten Designs erzeugen Energiedichten, die für praktische Anwendungen ausreichend groß sind, von der Unterhaltungselektronik mit geringem Stromverbrauch bis hin zu implantierbaren biomedizinischen Geräten.

Die Herausforderungen dieser Technologie bestanden darin, stabile und selektive Kanäle und Ionenpumpen zu schaffen – natürliche Membranproteine ​​werden derzeit gereinigt und in Lipiddoppelschichten eingebaut [91, 92]. Synthetische Gegenstücke von Ionenkanälen können durch Protein-Engineering synthetisiert werden, wie z α-Hämolysin und seine Mutanten [63, 71]. Künstliche Ionenkanäle können auch durch präzises Anpassen der Radien von SiO . hergestellt werden2 Nanoporen durch Funktionalisierung organischer Gruppen [93, 94]. Natürlich ist die Langzeitstabilität ein weiteres Problem – die Tröpfchendoppelschicht ist ein Ansatz, von dem berichtet wurde, dass er die Lebensdauer der Doppelschicht verlängert [64–68]. Andere Ansätze zur Stabilisierung der Lipiddoppelschicht umfassen mesoporöses Siliciumdioxid [11] oder Nanofaserträger [12]. Diese porösen Träger stabilisieren nicht nur die Lipiddoppelschicht, sondern erhalten auch die Wasserzugänglichkeit zu beiden Seiten der Doppelschicht [12], was für die Funktion der Vorrichtung entscheidend ist. Wie bei herkömmlichen Batterien könnten mehrere Protozellen in Reihe und/oder parallel geschaltet werden, um die benötigten Spannungs- und Stromausgänge zu erreichen.

Danksagung

Dieses Papier wurde teilweise von den National Institutes of Health durch die NIH Roadmap for Medical Research im Rahmen des National Center for Design of Biomimetic Nanoconductors, Preisnummer PHS 2 PN2 EY016570B, unterstützt. Die vollständige Beschreibung der in diesem Dokument verwendeten Materialien und Software erfordert die Identifizierung bestimmter Produkte, Materialien und Softwarelieferanten. Die Aufnahme solcher Informationen sollte in keiner Weise so ausgelegt werden, dass diese Produkte, Materialien oder Software von NIST unterstützt oder von NIST empfohlen werden oder dass sie notwendigerweise die besten Produkte, Materialien oder Software für die beschriebenen Zwecke sind.

Verweise

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Copyright © 2012 Jian Xu et al. Dies ist ein Open-Access-Artikel, der unter der Creative Commons Attribution License vertrieben wird und die uneingeschränkte Verwendung, Verbreitung und Reproduktion in jedem Medium erlaubt, vorausgesetzt, das Originalwerk wird ordnungsgemäß zitiert.


Protozellen springen in Aktion

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Ein von der University of Bristol geleitetes Team internationaler Wissenschaftler mit Interesse an Protoliving-Technologien hat heute Forschungsergebnisse veröffentlicht, die den Weg für den Bau neuer halbautonomer Geräte mit potenziellen Anwendungen in miniaturisierter Softrobotik, Mikrosensorik und Biotechnologie ebnen.

Mikroaktuatoren sind Geräte, die Signale und Energie in eine mechanisch angetriebene Bewegung in kleinen Strukturen umwandeln können und in einer Vielzahl fortschrittlicher Mikrotechnologien wichtig sind.

Normalerweise sind Mikroaktuatoren auf externe Änderungen der Schütteigenschaften wie pH und Temperatur angewiesen, um wiederholbare mechanische Umwandlungen auszulösen. Nun, in einer neuen Studie, die heute in . veröffentlicht wurde Naturchemie, Professor Stephen Mann von der School of Chemistry der University of Bristol und das Max Planck Bristol Center for Minimal Biology zusammen mit den Kollegen Drs Ning Gao, Mei Li, Liangfei Tian, ​​Avinash Patil und Pavan Kumar vom Bristol Center for Protolife Research demonstrieren ein neues Ansatz, der interne Veränderungen als Auslöser für signalbasierte Bewegungen nutzt.

In einer Reihe von Experimenten betteten die Forscher erfolgreich Zehntausende von künstlichen zellähnlichen Einheiten (Protozellen) in spiralförmige Filamente eines Polysaccharid-Hydrogels ein, um winzige freistehende Federn herzustellen, die von innen chemisch angetrieben werden.

Das Team belud die Protozellen zunächst mit Urease – einem Enzym, das bei Zufuhr von Harnstoff Karbonationen erzeugt – und fing dann die künstlichen Zellen mit einem selbstgebauten Mikrofluidik-Gerät in einem sich drehenden Strahl aus Calciumalginat-Hydrogel ein.

Sie entdeckten, dass sich die helikalen Filamente beim Einschalten der Urease in Wasser aufrollen und dass die Geschwindigkeit der Längsdehnung zunimmt, je mehr Carbonationen aus den Protozellen in das umgebende Hydrogel entweichen.

Die Kopplung körpereigener chemischer Aktivität an mechanische Bewegung wurde mit dem Aufbrechen von Vernetzungen im Hydrogel durch Entfernung der Calciumionen durch Bildung von Calciumcarbonat-Partikeln vor Ort in Verbindung gebracht, was zu einer langsamen Freisetzung elastischer Energie im federartigen Mikrostrukturen.

Umgekehrt kehrte die Rückgewinnung der Calciumionen durch Auflösen von Calciumcarbonatpartikeln unter Verwendung einer zweiten Population von säureerzeugenden Glucoseoxidase enthaltenden Protozellen, die außerhalb der Filamente angeordnet waren, das Abwickeln um und stellte die ursprüngliche spiralförmige Steigung der freistehenden Federn wieder her.

Basierend auf diesen Beobachtungen nutzten die Forscher die helikalen Protozell-Filamente als Antriebswelle für die Verrichtung protozellangetriebener mechanischer Arbeit. Dazu befestigten sie an jedem Ende des gewendelten Hydrogels eine einzelne „riesige“ Protozelle und nutzten die winzigen Hanteln als freistehende Mikroaktoren (siehe Bild). Die Urease-Aktivität in den beiden riesigen Protozellen reichte aus, um eine seitliche Streckung der Hantel zu bewirken. Die Bewegung könnte eingeschränkt werden, wenn eine der daran befestigten riesigen Protozellen Glucoseoxidase enthält, die das verlorene Kalzium im Hydrogel-Anschluss wiederherstellt. Auf diese Weise konnten durch die On-Board-Verarbeitung chemischer Signale verschiedene Modi der chemisch-mechanischen Transduktion in die Mikroaktoren einprogrammiert werden.

Professor Stephen Mann, Co-Direktor des Max Planck Bristol Center for Minimal Biology (MPBC) in Bristol, sagte: „Wir haben ein langjähriges Interesse an Protoliving-Technologien. Eine zentrale Herausforderung besteht darin, Protozellgemeinschaften mit ihrer Umgebung zu verbinden, um funktionale Beziehungen herzustellen.“ Die neue Arbeit ist ein Schritt in diese Richtung, da sie zeigt, wie endogene chemische Prozesse an ihre energetisierte Umgebung gekoppelt werden können, um ein programmierbares chemo-mechanisches Mikrosystem zu erzeugen.“

Dr. Ning Gao, ebenfalls am MPBC und an der School of Chemistry der University of Bristol, fügte hinzu: "Wir hoffen, dass unser Ansatz die Herstellung neuer Arten weicher adaptiver Mikrostrukturen anregen wird, die über ein erhöhtes Maß an Autonomie arbeiten."

Paper: "Chemical-mediated translocation in protocell-based microactuators", von Gao N, Li M, Tian L, Patil A J, Kumar P B V V S und Mann S in Naturchemie.

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