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Was passiert mit Km, wenn die Enzymkonzentration *sehr* hoch ist?

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Sei Km eine empirische Messung eines bestimmten Enzyms mit Konzentration [E]. Theoretisch ist dieser Wert konstant und sollte sich nicht ändern, wenn [E] nach oben oder unten geht. Sei nun [E']=10*Km. Bei dieser Enzymkonzentration ist klar, dass bei [S]=Km V0 nicht 1/2*Vmax sein kann (da nur genügend Substrat vorhanden ist, um 1/10 der Enzymmoleküle zu sättigen). Was passiert hier und wie hängt das mit der Herleitung der Michaelis-Menten-Gleichung zusammen?


Michaelis-Menten stellt für Studierende oft eine Herausforderung dar, da die Bedingungen wichtig sind, die vorhanden sein müssen, damit das Modell Bestand hat. Es kann hilfreich sein, die Herleitung und die Relevanz der Annahmen durchzugehen. Bergs Biochemie ist über NCBI verfügbar, und der Abschnitt zur Michaelis-Menten-Kinetik leistet hier gute Arbeit und veranschaulicht die folgenden Punkte:

Annahme 1: Die Geschwindigkeiten aller relevanten Reaktionen sind linear.

Diese Annahme ermöglicht es uns, die Gleichungen aufzuschreiben, mit denen die Ableitung beginnt. Wir betrachten jede einzelne Reaktion und sagen, dass die Geschwindigkeit dieser Reaktion gleich einer Geschwindigkeitskonstante mal der Konzentration jedes Dings auf der linken Seite ist. Aus der Gleichung $E + S ightleftharpoons ES ightarrow E + P$, erhalten wir folgendes

  1. $E + S ightarrow ES$

    • $Rate = k_1[E][S]$
  2. $ES ightarrow E + S$

    • $Rate = k_{-1}[ES]$
  3. $ES ightarrow E + P$

    • $Rate = k_2[ES]$

Diese Annahme (die Geschwindigkeit ist linear) entspricht nur den experimentellen Beweisen zu Beginn der Reaktion, während der größte Teil des Substrats frei ist $[S]$ (anstatt gebunden in $ES$). Merk dir das. Es wird ins Spiel kommen, wenn wir Annahme 3 bewerten.

Annahme 2: Die $ES ightarrow E + P$ Reaktion ist irreversibel

Damit wir die obigen Geschwindigkeitsgleichungen kombinieren können, um die Michaelis-Menten-Gleichung abzuleiten, ist die nur Quelle von ES sollte von . sein $E + S ightarrow ES$. Wir können keine messbaren haben $E + P ightarrow ES$. Experimentell gilt dies für Enzyme, die der Kinetik von Michaelis Menten folgen, wenn $[E]$ und $[P]$ sind klein im Vergleich zu [ES]. Hier haben wir also unsere erste Anforderung, dass $[E]$ klein sein. Biochemische Reaktionen beinhalten in der Regel keine sehr hohen Änderungen der freien Energie. Die freie In-situ-Energie der ATP-Hydrolyse ist das obere Ende einer Reaktion in der Zelle, und das setzt etwa $50kJmol^{-1}$. Wir reden hier nicht von Verbrennung. Also tatsächlich, diese Reaktionen sind oft reversibel bei nennenswerten Werten von $[E]$ und $[P]$

Annahme 3: ES-Bildung und -Abbau sind im stationären Zustand

Diese Annahme wird oft verwirrend beschrieben, d. h. die gesamte Reaktion ($E + S ightarrow E + P$) befindet sich im stationären Zustand. Lassen Sie uns auf das eingehen, wovon wir eigentlich sprechen. Um die MM-Gleichung herzuleiten. Wir brauchen die Bildungsrate von $ES$ gleich der Zerfallsrate von $ES$, das heißt für $frac{d[ES]}{dt} = 0$. Das ist ein stationärer Zustand. Sagen wir das in Worten: die Veränderung in $[ES]$ muss null sein. Wir erreichen nur zu einem frühen Zeitpunkt der Reaktion einen stationären Zustand (denken Sie daran, dass der größte Teil des Substrats frei sein muss $[S]$ damit Annahme 1 gilt), falls $[S]$ ist wesentlich größer als $[E]$. $E$ muss gesättigt sein mit $S$ während $S$ ist immer noch größtenteils in der freien Form. Dies ist die Schlüsselkombination von Annahmen, gegen die die von Ihnen beschriebene Situation verstößt.

Sobald wir die drei obigen Annahmen erfüllen, können wir die folgende Gleichheit aufschreiben:

$k_1[E][S] = (k_{-1} + k_2)[ES]$

Diese Gleichung besagt, dass die Bildungsrate von $ES$ (die Rate aus Gleichung 1 oben) ist gleich der kombinierten Rate der Aufteilung von $ES$, entweder in $E + S$ oder $E + P$ (Gleichungen 2 und 3 oben). Sobald wir diese Gleichheit haben, können wir die Michaelis-Menten-Gleichung herleiten: $V_o = V_{max} frac{[S]}{[S] + K_m}$, wo $K_m = frac{k_{-1} + k_2}{k_1}$. Siehe wieder Biochemie durch diese zu gehen.


Die Herleitung der Michaelis-Menten-Gleichung macht eine Reihe von Annahmen. Die genauen Annahmen hängen ein wenig davon ab, wie Sie die Ableitung tatsächlich durchführen, aber die meisten modernen Formulierungen hängen von der stationären Näherung ab. (Siehe zum Beispiel hier.)

In Ihrer Situation, in der die Enzymkonzentration die Substratkonzentration stark übersteigt, wird diese Annahme verletzt. Sie werden nie einen stationären Zustand erreichen. Daher führt die Anwendung der Michaelis-Menten-Gleichung auf diese spezielle Situation zu ungenauen Ergebnissen. Sie können die Reaktionskinetik unter diesen Bedingungen sicherlich modellieren, müssen jedoch andere Gleichungen und Ansätze verwenden.

Das soll nicht heißen, dass die Km gilt in solchen Situationen nicht. Das Km eines Enzyms ist eine Eigenschaft des Enzyms, die auch im enzymreichen Regime gilt - nur die "konventionelle" Interpretation von Km ("die Konzentration des Substrats, bei der die Reaktionsgeschwindigkeit halb maximal ist") gilt nicht. Diese Aussage ist nur unter den besonderen Bedingungen wahr, die die Michaelis-Menten-Ableitung gilt.


Die Wirkung hoher Enzymkonzentrationen auf die Michaelis-Menten-Gleichung wurde von M. F. Chaplin betrachtet, "The effect of Enzymekonzentration auf die Michaelis-Menten-Gleichung", veröffentlicht in der Januar-Ausgabe 1981 von Trends in den biochemischen Wissenschaften, Seite VI, unter der Überschrift 'Lehrbuchfehler' (aber, soweit ich feststellen kann, ist dieser Artikel nicht in Pubmed oder ähnlichem indiziert).

Der Autor zieht zwei wichtige Schlussfolgerungen:

  1. Die Annahme, dass die Gesamtenzymkonzentration, $E_o$, muss kleiner sein als die anfängliche Substratkonzentration ($S_o$) ist unnötig restriktiv. Die Michaelis-Menten-Gleichung gilt in sehr guter Näherung, wenn $E_o$ ist größer als $S_o$ ist aber kleiner als die Michaelis-Konstante (!)
  2. Bei hohen Enzymkonzentrationen wird eine modifizierte Gleichung vorgeschlagen $$ v_i = frac{V_{max}[S_o]}{K_m + [S_o] + [E_o]}$$

Die Herleitung dieser Gleichung ist in der zitierten Referenz angegeben.

Bearbeiten

  • Ein Dropbox-Link zur Chaplin-Referenz. Es scheint nirgendwo verfügbar zu sein, einschließlich der TIBS-Site (und es scheint nicht in PubMed oder ähnlichem indiziert zu sein).
  • Ein Benutzer hat gefragt (Frage jetzt gelöscht), ob $K_m$ ist in irgendeiner Weise von E . abhängig${_o}$

Einstellung

$$ K^{'}_m = K_m + E_o$$

man sieht, dass die Substratkonzentration bei halber V$_{max}$ ist $K^{'}_m$

das ist die 'wahre' Michaelis-Konstante, von der tatsächlich abhängen wird $E_o$ "nur ein bisschen", wie der Benutzer unter den weniger restriktiven Annahmen von M.F. Chaplin (wo $K_m$ ist oben algebraisch definiert).

  • Vielleicht würde der Benutzer erwägen, diese Frage rückgängig zu machen? IMO ein interessanter.

Enzyme

7.2.3 Spezifische Aktivität

Enzymkonzentrationen werden oft in "Einheiten" und nicht in Mol- oder Massenkonzentrationen angegeben. Wir kennen selten die genaue Masse des Enzyms in einer Probe, da es im Allgemeinen durch Isolierung des Enzyms aus Mikroorganismen oder tierischen oder pflanzlichen Geweben hergestellt wird und oft viel nichtkatalytisches Protein enthält, dessen Menge je nach Probe variieren kann zu proben. Daher muss ein anderer Ansatz gewählt werden, und die Enzymkonzentration wird in Einheiten von . angegeben spezielle Aktivität. Eine „Einheit“ ist definiert als die Enzymmenge (z. B. Mikrogramm), die unter bestimmten Bedingungen (z. B. 1,0 Mikromol Produkt pro Minute in einer Lösung mit einer ausreichend hohen Substratkonzentration, um in der „Sättigungs“-Bereich, wie in Abb. 7.9 gezeigt, wobei [ES] und [E] relativ invariant sind).

Daher können verschiedene Anbieter von Enzymen Präparate mit unterschiedlichen Aktivitätseinheiten haben, und bei der Analyse der kinetischen Daten ist Vorsicht geboten. Somit hat ein gereinigtes Enzympräparat eine höhere spezifische Aktivität als ein Rohpräparat, oft wird ein Protein als rein angesehen, wenn während der Reinigungsschritte eine konstante spezifische Aktivität erreicht wird.

Die Aktivität ergibt sich aus der gebildeten Produktmenge bzw. verbrauchten Substratmenge im Reaktionsgemisch unter den angegebenen Bedingungen (Temperatur, pH, Puffertyp, Substrat- und Enzymkonzentrationen etc.). Wenn das Molekulargewicht des Enzyms bekannt ist, kann die spezifische Aktivität auch definiert werden als


Auf einem Diagramm der Geschwindigkeit gegen die Substratkonzentration (V vs. [S]) ist die maximale Geschwindigkeit (bekannt als Vmax) der Wert auf der Y-Achse, dem sich die Kurve asymptotisch nähert. Es sollte beachtet werden, dass der Wert von V max von der Menge des in einer Reaktion verwendeten Enzyms abhängt. Verdoppeln Sie die Enzymmenge, verdoppeln Sie die Vmax. Wenn man die Geschwindigkeiten zweier verschiedener Enzyme vergleichen wollte, müsste man bei den verschiedenen Reaktionen, die sie katalysieren, die gleichen Enzymmengen verwenden. Es ist wünschenswert, ein Maß für die Geschwindigkeit zu haben, das von der Enzymkonzentration unabhängig ist. Dazu definieren wir den Wert Kcat , auch Umsatzzahl genannt. Mathematisch,

Um Kcat zu bestimmen, muss man natürlich die Vmax bei einer bestimmten Enzymkonzentration kennen, aber das Schöne an dem Begriff ist, dass er dank des Begriffs im Nenner ein von der Enzymkonzentration unabhängiges Maß für die Geschwindigkeit ist. Kcat ist somit eine Konstante für ein Enzym unter gegebenen Bedingungen. Die Einheiten von K cat sind ( ext

Abbildung 4.7.2: Gemeinsame Umsatzzahlen

Ein weiterer nützlicher Parameter eines Enzyms ist als KM bekannt, die Michaelis-Konstante. Einfach ausgedrückt misst es die Affinität eines Enzyms zu seinem Substrat. Die Affinitäten von Enzymen zu Substraten variieren erheblich, daher hilft uns die Kenntnis von KM zu verstehen, wie gut ein Enzym für das verwendete Substrat geeignet ist. Die Messung von KM hängt von der Messung von Vmax ab. In einem V vs. [S]-Diagramm wird KM als der x-Wert bestimmt, der Vmax/2 ergibt. Ein häufiger Fehler, den Studenten bei der Beschreibung von V max machen, ist zu sagen, dass KM = Vmax/2 ist. Das stimmt natürlich nicht. KM ist eine Substratkonzentration und ist die Substratmenge, die ein Enzym benötigt, um Vmax/2 zu erreichen. Andererseits ist Vmax/2 eine Geschwindigkeit und nichts anderes. Der Wert von KM steht in umgekehrter Beziehung zur Affinität des Enzyms zu seinem Substrat. Hohe KM-Werte entsprechen einer geringen Enzymaffinität für das Substrat (es braucht mehr Substrat, um Vmax zu erreichen). Niedrige KM-Werte für ein Enzym entsprechen einer hohen Affinität zum Substrat.


Was ist Km in einem Enzym?

In der Enzymologie wird KM auf die Michaelis-Konstante bezogen. Diese Konstante hat eine einfache operationale Definition unter Berücksichtigung der Michaelis-Menten-Gleichung (zu Ehren von Leonor Michaelis und Maud Menten, zwei der wichtigsten "Eltern" der Enzymologie): vo = Vmax [S] / KM + [S], wobei vo ist die Anfangsgeschwindigkeit der Reaktion, Vmax ist die maximale Geschwindigkeit, [S] ist die Substratkonzentration und KM ist die Michaelis-Konstante.

Die Michaelis-Konstante wird erklärt als: bei der Substratkonzentration mit [S] = KM, ergibt v o (die Anfangsgeschwindigkeit der Reaktion) = Vmax / 2, so dass KM die Substratkonzentration ist, bei der die Reaktionsgeschwindigkeit halbmaximal ist. Wenn ein Enzym einen kleinen KM-Wert hat, erreicht es daher die maximale katalytische Effizienz bei niedriger Substratkonzentration. Die Größe von KM hängt stark von der Identität des Enzyms und der Natur des Substrats ab. Darüber hinaus ist eine Funktion von Temperatur und pH-Wert.

Die Michaelis-Konstante kann wie folgt ausgedrückt werden: KM = k-1 / k1 + k2 / k1 = Ks + k2 / k1 (wobei k-1 die Dissoziationskonstante des Enzym-Substrat-Komplexes in Enzym und Substrat ist, k1 ist das Enzym-Substrat komplexe Assoziationskonstante, und k2 ist die Enzym-Substrat-Komplex-Dissoziationskonstante zur Bildung des Produkts und des Enzyms). Da Ks die Dissoziationskonstante des Michaelis-Komplexes ist, nimmt die Affinität des Enzyms für das Substrat zu, wenn Ks abnimmt. KM ist daher auch ein Maß für die Affinität des Enzyms zu seinem Substrat, vorausgesetzt, k2 / k1 ist klein im Vergleich zu Ks, also k2 Wiki User


Einfluss des pH-Werts auf Enzyme

Für jedes Enzym gibt es einen optimalen pH-Wert, bei dem das jeweilige Enzym am aktivsten wirkt. Jede Änderung dieses pH-Wertes beeinflusst die Enzymaktivität und/oder die Reaktionsgeschwindigkeit signifikant. Um mehr über die Beziehung zwischen pH-Wert und Enzymen und/oder die Wirkung des pH-Werts auf Enzyme zu erfahren, lesen Sie diese Beschreibung.

Für jedes Enzym gibt es einen optimalen pH-Wert, bei dem das jeweilige Enzym am aktivsten wirkt. Jede Änderung dieses pH-Wertes beeinflusst die Enzymaktivität und/oder die Reaktionsgeschwindigkeit signifikant. Um mehr über die Beziehung zwischen pH-Wert und Enzymen und/oder die Wirkung des pH-Werts auf Enzyme zu erfahren, lesen Sie diese Beschreibung.

Enzyme sind proteinhaltige Katalysatoren, die die Geschwindigkeit einer biochemischen Reaktion beschleunigen. Sie reduzieren die Aktivierungsenergie, die für den Start jeder Art chemischer Reaktion notwendig ist. Bei geringem Energiebedarf zur Aktivierung läuft die Reaktion schneller ab. Die Gesamtleistung eines Enzyms hängt von verschiedenen Faktoren wie Temperatur, pH-Wert, Cofaktoren, Aktivatoren und Inhibitoren ab. Sie haben vielleicht eine gute Vorstellung von der Wirkung des pH-Werts auf Enzyme. Aber warum und wie beeinflussen pH und Temperatur Enzyme?

Warum beeinflusst der pH-Wert die Enzymaktivität?

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Die Geschwindigkeit einer chemischen Reaktion und/oder die Enzymaktivität wird stark von der Struktur des Enzyms beeinflusst. Mit anderen Worten, eine Änderung der Struktur des Enzyms beeinflusst die Reaktionsgeschwindigkeit. Wenn sich der pH-Wert eines bestimmten Mediums ändert, führt dies zu einer Veränderung der Form des Enzyms. Nicht nur Enzyme, auch der pH-Wert kann die Ladung und Form des Substrats beeinflussen.

Innerhalb eines engen pH-Bereichs können Veränderungen der Strukturformen der Enzyme und Substrate reversibel sein. Bei einer signifikanten Änderung des pH-Wertes können das Enzym und das Substrat jedoch denaturiert werden. In solchen Fällen können sie sich nicht gegenseitig identifizieren. Folglich wird es keine Reaktion geben. Aus diesem Grund ist der pH-Wert ein bestimmender Faktor für die Enzymaktivität.

Wie beeinflusst der pH-Wert Enzyme?

Jedes Enzym zeichnet sich durch einen optimalen pH-Wert aus. Bei diesem spezifischen pH-Wert katalysiert ein bestimmtes Enzym die Reaktion am schnellsten als bei jedem anderen pH-Wert. Beispielsweise ist das Enzym Pepsin (ein Proteaseenzym) bei einem sauren pH am aktivsten, während das Enzym Trypsin (ein anderes Proteaseenzym) bei einem leicht alkalischen pH am besten funktioniert. Somit unterscheidet sich der optimale pH-Wert eines Enzyms von dem eines anderen Enzyms.

Wenn wir den pH-Wert untersuchen, ist er eindeutig als Maß für den sauren oder alkalischen Charakter einer Lösung definiert. Genauer gesagt gibt pH die Konzentration an gelösten Wasserstoffionen (H + ) in der jeweiligen Lösung an. Eine Erhöhung oder Erniedrigung des pH-Wertes verändert die Ionenkonzentration in der Lösung.

Diese Ionen verändern die Struktur der Enzyme und manchmal auch des Substrats, entweder durch Bildung zusätzlicher Bindungen oder durch Aufbrechen bereits bestehender Bindungen. Letztlich verändert sich die chemische Zusammensetzung von Enzym und Substrat. Außerdem wird das aktive Zentrum des Enzyms verändert, wonach das Substrat das Enzym nicht mehr identifizieren kann. Weitere Informationen zu Enzymen finden Sie unter Enzymsubstratkomplex.

Betrachten Sie einen Fall, in dem die Reaktion auf einen pH-Wert eingestellt wird, der vom optimalen Wert abweicht. Hier wird die Reaktionsgeschwindigkeit oder die Aktivität von Enzymen nicht die gleiche sein wie die vorherige. Manchmal werden Sie feststellen, dass es überhaupt keine Reaktion gibt. Dies tritt auf, wenn sich die Struktur des aktiven Zentrums und des Substrats ändert. Damit die chemische Reaktion ablaufen kann, müssen Sie daher den pH-Wert der Lösung so einstellen, dass er sowohl für das Enzym als auch für das Substrat geeignet ist. Auf diese Weise kann der Einfluss des pH-Werts auf die Enzymaktivität praktisch untersucht werden.

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Vmax, Km, Kcat, Ki helfen.

Ich habe Mühe zu verstehen, was das Konzept dieser Begriffe ist, insbesondere wenn es um Mathematik geht.

Dinge wie Km(app) = 3,2x10 -5 M --> was bedeutet das für einen Biochemiker? Ich weiß, dass Km das [S] bei 1/2 Vmax ist, aber was zeigt der Wert an?

Kann mir jemand eine allgemeine Erklärung geben, was diese Begriffe eigentlich bedeuten? Vielen Dank.

Km ist ein Maß dafür, wie leicht sich das Substrat mit dem Enzym verbindet. Ein hoher Km bedeutet, dass Sie mehr Substrat benötigen, um eine bestimmte Reaktionsgeschwindigkeit zu erreichen, während ein niedriger Km das Gegenteil bedeutet.

Kcat oder k2 oder Umsatzzahl (sie bedeuten alle dasselbe) ist ein Maß dafür, wie viele Substrate ein (1) Enzym pro Sekunde in ein Produkt umwandeln kann. Vmax ist einfach Kcat mal der Enzymkonzentration.

Ki ist wie Km, aber für einen Inhibitor. Es misst die Affinität des Inhibitors für das Enzym. Wenn Ki niedrig ist, bedeutet dies, dass die Affinität hoch ist (Sie benötigen eine niedrigere Konzentration, um eine bestimmte Hemmung zu erreichen), und das Gegenteil für einen hohen Ki.

edit: Km(app) ist der Km wenn ein Inhibitor beteiligt ist. Wenn Sie beispielsweise einen reversiblen kompetitiven Inhibitor haben, bleibt die Vmax gleich, aber die Km erhöht sich, was Ihnen eine scheinbare Km ergibt. Dies liegt daran, dass Sie mehr Substrat benötigen, um mit dem Inhibitor zu konkurrieren, aber wenn Sie genügend Substrat erhalten, können Sie immer noch die gleiche Vmax erreichen. Wenn Sie jedoch einen irreversiblen Inhibitor haben, nimmt Vmax ab, aber Km bleibt gleich.


Was passiert mit Km, wenn die Enzymkonzentration *sehr* hoch ist? - Biologie

Abbildung 1. Enzyme senken die Aktivierungsenergie der Reaktion, ändern jedoch nicht die freie Energie der Reaktion.

Eine Substanz, die eine chemische Reaktion ermöglicht, wird Katalysator genannt, und die Moleküle, die biochemische Reaktionen katalysieren, werden Enzyme genannt. Die meisten Enzyme sind Proteine ​​und erfüllen die entscheidende Aufgabe, die Aktivierungsenergien chemischer Reaktionen innerhalb der Zelle zu senken. Die meisten für eine lebende Zelle kritischen Reaktionen laufen bei normalen Temperaturen zu langsam ab, um für die Zelle von Nutzen zu sein. Ohne Enzyme, die diese Reaktionen beschleunigen, könnte das Leben nicht bestehen. Enzyme tun dies, indem sie sich an die Reaktantenmoleküle binden und sie so halten, dass die chemischen Bindungsbruch- und -bildungsprozesse leichter ablaufen. Es ist wichtig, sich daran zu erinnern, dass Enzyme sich nicht ändern, ob eine Reaktion exergonisch (spontan) oder endergonisch ist. Dies liegt daran, dass sie die freie Energie der Reaktanten oder Produkte nicht ändern. Sie reduzieren lediglich die Aktivierungsenergie, die für das Fortschreiten der Reaktion erforderlich ist (Abbildung 1). Außerdem bleibt ein Enzym selbst durch die Reaktion, die es katalysiert, unverändert. Sobald eine Reaktion katalysiert wurde, kann das Enzym an anderen Reaktionen teilnehmen.

Die chemischen Reaktionspartner, an die ein Enzym bindet, werden als Substrate des Enzyms bezeichnet. Abhängig von der jeweiligen chemischen Reaktion können ein oder mehrere Substrate vorhanden sein. Bei einigen Reaktionen wird ein einzelnes Reaktantensubstrat in mehrere Produkte zerlegt. In anderen können zwei Substrate zusammenkommen, um ein größeres Molekül zu bilden. Es können auch zwei Reaktanten in eine Reaktion eintreten und beide modifiziert werden, aber sie verlassen die Reaktion als zwei Produkte. Die Stelle innerhalb des Enzyms, an der das Substrat bindet, wird als aktives Zentrum des Enzyms bezeichnet. Die aktive Site ist der Ort, an dem die „Aktion“ stattfindet. Da Enzyme Proteine ​​sind, gibt es eine einzigartige Kombination von Aminosäureseitenketten innerhalb des aktiven Zentrums. Jede Seitenkette zeichnet sich durch unterschiedliche Eigenschaften aus. Sie können groß oder klein, schwach sauer oder basisch, hydrophil oder hydrophob, positiv oder negativ geladen oder neutral sein. Die einzigartige Kombination von Seitenketten erzeugt eine sehr spezifische chemische Umgebung innerhalb des aktiven Zentrums. Diese spezifische Umgebung ist geeignet, um an ein spezifisches chemisches Substrat (oder Substrate) zu binden.

Aktive Sites unterliegen Einflüssen der lokalen Umgebung. Eine Erhöhung der Umgebungstemperatur erhöht im Allgemeinen die Reaktionsgeschwindigkeiten, enzymkatalysiert oder auf andere Weise. Temperaturen außerhalb eines optimalen Bereichs verringern jedoch die Geschwindigkeit, mit der ein Enzym eine Reaktion katalysiert. Heiße Temperaturen führen schließlich zur Denaturierung von Enzymen, einer irreversiblen Veränderung der dreidimensionalen Form und damit der Funktion des Enzyms. Enzyme eignen sich auch, um innerhalb eines bestimmten pH- und Salzkonzentrationsbereichs am besten zu funktionieren, und wie bei der Temperatur können extreme pH- und Salzkonzentrationen dazu führen, dass Enzyme denaturieren.

Viele Jahre lang dachten Wissenschaftler, dass die Enzym-Substrat-Bindung auf einfache Weise „Schloss und Schlüssel“ abläuft. Dieses Modell bestätigte, dass Enzym und Substrat in einem einzigen Schritt perfekt zusammenpassen. Die aktuelle Forschung unterstützt jedoch ein Modell namens induzierte Anpassung (Abbildung 2). Das Induzierte-Fit-Modell erweitert das Schloss-und-Schlüssel-Modell, indem es eine dynamischere Bindung zwischen Enzym und Substrat beschreibt. Wenn Enzym und Substrat zusammenkommen, verursacht ihre Wechselwirkung eine leichte Verschiebung der Enzymstruktur, die eine ideale Bindungsanordnung zwischen Enzym und Substrat bildet.

Wenn ein Enzym sein Substrat bindet, wird ein Enzym-Substrat-Komplex gebildet. Dieser Komplex senkt die Aktivierungsenergie der Reaktion und fördert ihren schnellen Verlauf auf eine von mehreren möglichen Arten. Grundsätzlich fördern Enzyme chemische Reaktionen, an denen mehr als ein Substrat beteiligt ist, indem sie die Substrate in einer optimalen Orientierung für die Reaktion zusammenbringen. Eine andere Möglichkeit, mit der Enzyme die Reaktion ihrer Substrate fördern, besteht darin, eine optimale Umgebung innerhalb des aktiven Zentrums zu schaffen, damit die Reaktion ablaufen kann.

Abbildung 2. Das Modell der induzierten Anpassung ist eine Anpassung an das Schloss-und-Schlüssel-Modell und erklärt, wie Enzyme und Substrate während des Übergangszustands dynamische Modifikationen durchlaufen, um die Affinität des Substrats für das aktive Zentrum zu erhöhen.

Karriere in Aktion: Pharmazeutischer Arzneimittelentwickler

Abbildung 3. Haben Sie sich jemals gefragt, wie Arzneimittel entwickelt werden? (Kredit: Deborah Austin)

Enzyme sind Schlüsselkomponenten von Stoffwechselwegen. Zu verstehen, wie Enzyme funktionieren und wie sie reguliert werden können, sind Schlüsselprinzipien bei der Entwicklung vieler heute auf dem Markt erhältlicher Arzneimittel. Biologen, die auf diesem Gebiet arbeiten, arbeiten mit anderen Wissenschaftlern zusammen, um Medikamente zu entwickeln.

Betrachten Sie zum Beispiel Statine – Statine ist die Bezeichnung für eine Klasse von Medikamenten, die den Cholesterinspiegel senken können. Diese Verbindungen hemmen das Enzym HMG-CoA-Reduktase, das Enzym, das im Körper Cholesterin aus Lipiden synthetisiert. Durch die Hemmung dieses Enzyms kann der im Körper synthetisierte Cholesterinspiegel gesenkt werden. In ähnlicher Weise ist Paracetamol, das im Volksmund unter dem Markennamen Tylenol vermarktet wird, ein Inhibitor des Enzyms Cyclooxygenase. Obwohl es zur Linderung von Fieber und Entzündungen (Schmerzen) eingesetzt wird, ist sein Wirkmechanismus noch nicht vollständig verstanden.

Wie werden Drogen entdeckt? Eine der größten Herausforderungen bei der Wirkstoffforschung ist die Identifizierung eines Wirkstoffziels. Ein Wirkstoffziel ist ein Molekül, das buchstäblich das Ziel des Wirkstoffs ist. Im Fall von Statinen ist die HMG-CoA-Reduktase das Wirkstoffziel. Wirkstoff-Targets werden durch sorgfältige Forschung im Labor identifiziert. Die Identifizierung des Targets allein reicht nicht aus. Wissenschaftler müssen auch wissen, wie sich das Target in der Zelle verhält und welche Reaktionen im Krankheitsfall schiefgehen. Sobald das Ziel und der Pfad identifiziert sind, beginnt der eigentliche Prozess des Arzneimitteldesigns. In dieser Phase arbeiten Chemiker und Biologen zusammen, um Moleküle zu entwerfen und zu synthetisieren, die eine bestimmte Reaktion blockieren oder aktivieren können. Dies ist jedoch nur der Anfang: Wenn ein Medikamenten-Prototyp seine Funktion erfolgreich erfüllt, dann durchläuft er viele Tests von In-vitro-Experimenten bis hin zu klinischen Studien, bevor er von der US-amerikanischen Food and Drug Administration die Zulassung erhält der Markt.

Viele Enzyme funktionieren nicht optimal oder gar nicht, es sei denn, sie sind an andere spezifische Nicht-Protein-Helfermoleküle gebunden. Sie können entweder temporär durch Ionen- oder Wasserstoffbrückenbindungen oder dauerhaft durch stärkere kovalente Bindungen binden. Die Bindung an diese Moleküle fördert die optimale Form und Funktion ihrer jeweiligen Enzyme. Zwei Beispiele für diese Arten von Helfermolekülen sind Cofaktoren und Coenzyme. Cofaktoren sind anorganische Ionen wie Eisen- und Magnesiumionen. Coenzyme sind organische Helfermoleküle, solche mit einer atomaren Grundstruktur aus Kohlenstoff und Wasserstoff. Wie Enzyme nehmen diese Moleküle an Reaktionen teil, ohne selbst verändert zu werden, und werden schließlich recycelt und wiederverwendet. Vitamine sind die Quelle von Coenzymen. Einige Vitamine sind die Vorläufer von Coenzymen und andere wirken direkt als Coenzyme. Vitamin C ist ein direktes Coenzym für mehrere Enzyme, die am Aufbau des wichtigen Bindegewebes Kollagen beteiligt sind. Daher wird die Enzymfunktion zum Teil durch die Fülle verschiedener Cofaktoren und Coenzyme reguliert, die einem Organismus mit der Nahrung zugeführt oder in einigen Fällen vom Organismus produziert werden können.


Als Faustregel für die meisten chemischen Reaktionen gilt, dass ein Temperaturanstieg von 10 °C die Reaktionsgeschwindigkeit ungefähr verdoppelt. Bis zu einem gewissen Grad gilt diese Regel für alle enzymatischen Reaktionen. Ab einem bestimmten Punkt führt jedoch eine Temperaturerhöhung zu einer Abnahme der Reaktionsgeschwindigkeit aufgrund von Denaturierung der Proteinstruktur und Zerstörung des aktiven Zentrums (Teil (a) von Abbildung 18.14 "Temperatur und pH versus Konzentration"). Bei vielen Proteinen tritt die Denaturierung zwischen 45 °C und 55 °C auf. Auch wenn ein Enzym eine maximale Reaktionsgeschwindigkeit zwischen 40 °C und 50 °C zu haben scheint, werden die meisten biochemischen Reaktionen bei niedrigeren Temperaturen durchgeführt, da Enzyme bei diesen höheren Temperaturen nicht stabil sind und nach einigen Minuten denaturieren.

Abbildung 18.14 Temperatur und pH im Vergleich zur Konzentration

(a) Dieses Diagramm zeigt den Einfluss der Temperatur auf die Geschwindigkeit einer Reaktion, die durch eine feste Enzymmenge katalysiert wird. (b) Dieses Diagramm zeigt die Wirkung des pH-Werts auf die Geschwindigkeit einer Reaktion, die durch eine feste Enzymmenge katalysiert wird.

Bei 0 °C und 100 °C ist die Geschwindigkeit der enzymkatalysierten Reaktionen nahezu null. Diese Tatsache hat mehrere praktische Anwendungen. Wir sterilisieren Gegenstände, indem wir sie in kochendes Wasser legen, wodurch die Enzyme aller Bakterien, die sich darin oder auf ihnen befinden, denaturiert werden. Wir konservieren unsere Lebensmittel, indem wir sie kühlen oder einfrieren, was die Enzymaktivität verlangsamt. Wenn Tiere im Winter in den Winterschlaf gehen, sinkt ihre Körpertemperatur, wodurch die Geschwindigkeit ihrer Stoffwechselprozesse auf ein Niveau sinkt, das durch die in den Fettreserven im Gewebe der Tiere gespeicherte Energiemenge aufrechterhalten werden kann.


Ein Überblick über bestehende Operationen einzelner Einheiten

Solmaz Aslanzadeh, . Mohammad J. Taherzadeh, in Bioraffinerien, 2014

1.3.2 Faktoren, die den enzymatischen Prozess beeinflussen

Die Substratkonzentration beeinflusst die primäre Geschwindigkeit und Ausbeute der enzymatischen Hydrolyse. Hohe Substratkonzentrationen können zu einer Substrathemmung führen, die die Hydrolyserate deutlich senkt [ 40 ]. Probleme im Zusammenhang mit der Verringerung der Wärme- und Stoffübertragungseffizienz, rheologischen Problemen und einer erhöhten Inhibitorkonzentration wurden in Verbindung mit einer hohen Feststoffbeladung berichtet [ 89 ]. Bei der Hydrolyse freigesetzte Zucker, hauptsächlich bestehend aus Cellobiose und Glucose, hemmen die Cellulase-Aktivität Cellobiose in einer Konzentration von 6 g/l kann die Cellulase-Aktivität um 60 % reduzieren [ 84 ]. Glukose verringert auch die Cellulase-Aktivität, hat aber einen geringeren Effekt als Cellobiose, denn eine Glukosekonzentration von 3 g/l kann zu einer 75-prozentigen Reduktion der β-Glucosidase-Aktivität führen [ 88 ].

Lignocellulosematerialien besitzen zwei unterschiedliche Oberflächentypen, intern und extern. Die innere Oberfläche beruht auf der Kapillarstruktur von Cellulosefasern, während die äußere Oberfläche von der Größe und Form der Partikel abhängt. Im Allgemeinen haben trockene Cellulosefasern eine geringe Größe, etwa 15–40 μm, daher haben sie eine beträchtliche äußere spezifische Oberfläche, nämlich 0,6–1,6 m 2 /g. Die innere Oberfläche getrockneter Zellulosefasern ist im Vergleich zur äußeren Oberfläche kleiner [ 84 ], da die Poren beim Trocknen kollabieren, und dies ist ein wichtiger Grund, lignozellulosehaltige Materialien nach der Vorbehandlung nicht zu trocknen. Die Interaktion zwischen den Enzymen und der zugänglichen Oberfläche des lignocellulosehaltigen Materials kann ein limitierender Faktor im enzymatischen Prozess sein [ 90 ].


Welche Auswirkungen der Konzentrationen eines Substrats auf Enzyme Lab Answers

Ein Enzym wird als biologischer Katalysator beschrieben, der die Geschwindigkeit einer chemischen Reaktion beschleunigt. Damit ein Enzym seine Aufgabe erfüllen kann, benötigt es ein sogenanntes Substrat, das an das aktive Zentrum des Enzyms bindet, damit das Enzym die Reaktion des Substrats beschleunigen kann. In diesem Experiment sollte getestet werden, welchen Einfluss die Konzentration des Substrats auf die Reaktionsgeschwindigkeit hat.

Als Katalysator wurde das im Kartoffelsaft enthaltene Enzym Katalase zusammen mit einem als Wasserstoffperoxid (H2O2) bekannten Substrat verwendet. Die Aufgabe der Katalase in diesem Experiment bestand darin, den Abbau von Wasserstoffperoxid in Wasser und Sauerstoffgas zu beschleunigen. Nachdem wir untersucht und aufgezeichnet hatten, wie sich unterschiedliche Konzentrationen eines Substrats auf die Aktivität des Enzyms auswirken, wurden die Ergebnisse in einem Diagramm und einer Grafik festgehalten, um unsere Beobachtungen zu zeigen.

Das Diagramm und die Grafik zeigen die unterschiedlichen Konzentrationen des verwendeten Substrats sowie die Reaktionszeit.

Ein Enzym soll die Reaktion beschleunigen, aber unsere Beobachtungen zeigen, dass auch die Konzentration des Substrats einen Einfluss darauf hatte, wie schnell die Reaktion ablaufen konnte. Wenn keine Konzentrate von Wasserstoffperoxid vorhanden waren, was bedeutet, dass das Lösungsmittel nur Wasser war, gab es keine Reaktion mit der Katalase. Mit zunehmender Konzentration von Wasserstoffperoxid begann die Reaktionsgeschwindigkeit zuzunehmen.

Dies geschah, weil die Zugabe von Mengen an Wasserstoffperoxid der Katalase die Möglichkeit gab, das Wasserstoffperoxid abzubauen, während, wenn kein H2O2 vorhanden war, die Katalase mit nichts reagieren konnte. Die Katalase benötigt ihr spezifisches Substrat, an das sie sich binden kann, damit eine Reaktion ablaufen kann.

Die Form des Diagramms selbst zeigt die Verringerung der benötigten Reaktionszeit und beweist, dass unsere Analyse richtig ist. Hätten wir weiterhin verschiedene Konzentrationen unseres Substrats getestet, hätte sich die Reaktionszeit weiter verkürzt, bis das Enzym die sogenannte Sättigung erreicht hat, d.h. alle Enzyme arbeiten und die Reaktion kann nicht weiter ansteigen, weil es zu diesem Zeitpunkt kein Ort, an dem die Substrate binden könnten. Bei diesem Experiment wurde der Sättigungspunkt nicht erreicht, könnte aber bei Fortsetzung des Experiments erreicht werden.

Aus unseren Beobachtungen konnte geschlossen werden, dass die Reaktionszeit umso kürzer war, je höher die Konzentration des Substrats Wasserstoffperoxid in der Reaktion war.