Information

14: Translation (Proteinsynthese) - Biologie

14: Translation (Proteinsynthese) - Biologie


We are searching data for your request:

Forums and discussions:
Manuals and reference books:
Data from registers:
Wait the end of the search in all databases.
Upon completion, a link will appear to access the found materials.

Zur Erinnerung: mRNA kodiert das Polypeptid mit jeder Aminosäure, die durch eine Kette von drei Nukleotiden bezeichnet wird. tRNAs dienen als Adapter aus der Sprache der Nukleinsäuren in die der Proteine ​​zu übersetzen. Ribosomen sind die Fabriken für die Proteinsynthese.

A. tRNAs

1. Die Transfer-RNAs oder tRNAs dienen als Adapter, um die entsprechenden Aminosäuren an den mRNA-Matrizen auszurichten.

Abbildung 3.5.1.

2. Primärstruktur von tRNAs

A. tRNAs sind kurz, nur 73 bis 93 nt lang.

B. Alle tRNAs haben das Trinukleotid CCA am 3'-Ende.

  1. Die Aminosäure ist an das Terminal A des CCA gebunden.
  2. In den meisten prokaryotischen tRNA-Genen wird das CCA am 3'-Ende des Gens kodiert. Kein bekanntes eukaryotisches tRNA-Gen kodiert das CCA, sondern es wird posttranskriptionell durch das Enzym tRNA Nukleotidyltransferase hinzugefügt.

3. Die Sekundärstruktur der tRNA ist ein Kleeblatt

A. tRNAs haben 4 Arme mit 3 Schleifen (siehe Abbildung 3. 5.2. für Hefe-Phenylalanin-tRNA)

B. Dieamino Säureakzeptor-Arm wird durch komplementäre Basenpaarung zwischen den ersten 7 nts der tRNA und einem kurzen Segment nahe dem 3'-Ende gebildet. Auch hier wird die Aminosäure an das Terminal A angehängt.

C. Der D-Arm endet in der D-Schleife. Es enthält mehrere Dihydrouridine, die mit "D" abgekürzt werden.

D. Der Anticodon-Arm endet in einer Anticodon-Schleife. Das Anticodon befindet sich in der Mitte der Schleife. Es richtet sich 3' bis 5' an der mRNA aus (liest 5' bis 3').

e. Die variable Schleife variiert in der Größe in verschiedenen tRNAs. Der Größenunterschied zwischen den 73 nt vs. 93 nt tRNAs findet sich in der variablen Schleife.

F. Der TyC-Arm ist nach diesem hochkonservierten Motiv in der Schleife benannt.

4. Die Tertiärstruktur der tRNA ist ein "fettes L". (Siehe Abb. 3.5.3.)

F. Die Polarität der Translation geht vom Amino-(N)-Terminus zum Caboxy-(C)-Terminus.

Dies wurde in einem klassischen Experiment von Dintzis demonstriert.

  1. Aktiv translatierende Proteine ​​wurden für kurze Zeit mit radioaktiven Aminosäuren markiert (kurz relativ zur Zeit, die zur vollständigen Synthese erforderlich ist).
  2. Vollendet Polypeptide wurden gesammelt, mit Trypsin verdaut und die Menge an Radioaktivität in tryptischen Fragmenten wurde bestimmt.
  3. Tryptische Fragmente vom C‑terminalen Ende des Polypeptids wiesen zum frühesten Markierungszeitpunkt Radioaktivität auf.
  4. Mit zunehmender Markierungsperiode (längerer Puls) wurden tryptische Fragmente näher am N-Terminus markiert.
  5. Dies zeigt, dass die Richtung des Polypeptidwachstums vom N-Terminus zum C-Terminus verläuft, d. h. die Translation beginnt an der N-terminalen Aminosäure. Dies entspricht einem mRNA-Kettenwachstum in 5'- nach 3'-Richtung.
  6. Beachten Sie, dass dieses experimentelle Protokoll auch verwendet wird, um Replikationsursprünge zu kartieren, wie wir in Teil 2 des Kurses behandelt haben.

B. IF3= Initiierungsfaktor 3

  1. Ein Antiassoziationsfaktor; verhindert die Assoziation zwischen den großen und kleinen ribosomalen Untereinheiten.
  2. Es muss auch mit der kleinen Untereinheit assoziiert sein, damit es einen Initiationskomplex bilden kann, d. h. damit die kleine Untereinheit mRNA und fmet-tRNAf korrekt binden kann.
  3. Es dissoziiert vor der Bindung der großen Untereinheit.

C. IF2

  1. Bringt fmet‑tRNAf zur partiellen P-Stelle auf der kleinen Untereinheit.
  2. Zumindest bei Eukaryoten geschieht dies in einem ternären Komplex mit IF2, fmet‑tRNAf und GTP. In Bakterien kann das GTP den Initiationskomplex separat binden. [In einigen Texten wie MBOG, S. 412 bindet der GTP-IF2-Komplex getrennt von fmet-tRNAf an die 30S-Untereinheit. Wie würden Sie die Unterschiede dieser beiden Modelle testen?]
  3. IF2 aktiviert eine GTPase-Aktivität in der kleinen Untereinheit. Die resultierende Konformationsänderung kann es der großen Untereinheit ermöglichen, zu binden.

3. Die Bindung der 50S (großen) Untereinheit an den Initiationskomplex ergibt ein vollständiges Ribosom, das für die Elongationsphase der Translation bereit ist. Beachten Sie, dass f-met-tRNAfmet an der P-Stelle positioniert ist. Es hat den Initiator AUG in der mRNA erkannt.

4. Identifizierung des Initiators AUG in Eukaryoten

A. Basen um AUG beeinflussen die Effektivität der Initiierung.

  1. Die wichtigsten Effekte sind von einem Purin 3 nt vor AUG und einem G danach. Der bevorzugte Kontext ist RNNAUGg.
  2. Die Konsensussequenz für eine große Anzahl von mRNAs ist GCCRCCAUGg, aber diese anderen Nukleotide haben bei Mutagenese-Experimenten wenig Wirkung.

A. Modifiziertes Scannermodell

(1) Die mRNA wird durch die Wirkung des eukaryotischen Initiationsfaktors 4, abgekürzt eIF4, auf die Bindung an das Ribosom "vorbereitet" (Abbildung 3.5.16). eIF4 ist ein Faktor mit mehreren Untereinheiten; es enthält ein cap-bindendes Protein, eIF4F, das die 5'-Cap-Struktur erkennt. Es umfasst auch die Proteine ​​eIF4A und eIF4B. Dabei handelt es sich um RNA-Helikasen, die Sekundärstrukturen im 5'-untranslatierten Bereich der mRNA auf Kosten der ATP-Hydrolyse abwickeln.

Die mRNA bindet dann an die kleine ribosomale Untereinheit. Die met-tRNAi wurde bereits durch eIF2 im Komplex mit GTP in die kleine ribosomale Untereinheit gebracht.

eIF3 hält die kleine ribosomale Untereinheit während des Bindungsprozesses der mRNA von der großen Untereinheit getrennt.

(2) Die kleine Untereinheit scannt mit assoziierten Faktoren die mRNA entlang, bis sie (normalerweise) die erste AUG erreicht. Die Faktoren eIF1 und eIF1A tragen dazu bei, den Präinitiationskomplex zum AUG-Start zu bewegen.

Abbildung 3.5.16.

H. Der Dehnungszyklus während der Translation

1. Bindung von Aminoacyl-tRNA an die A-Stelle

Neuere Übersicht: Weijland, A. und A. Parmeggiani (1994) TIBS 19:188-193. Schroeder, R. (1994) Nature 370: 597.

A. Dehnungsfaktor EF‑Tu

  1. Der ternäre Komplex aus Aminoacyl-tRNA, EF-Tu und GTP bringt die Aminoacyl-tRNA an die A-Stelle des 70S-Ribosoms (Abb. 3.5.17).
  2. Nachdem die Aminoacyl-tRNA an der A-Stelle des Ribosoms abgelagert wurde, wird das GTP zu GDP + Pi gespalten. Der binäre Komplex aus EF‑Tu und GDP dissoziiert vom Ribosom.
  3. Dies ist eines von vielen Beispielen für Guanin-Nukleotid-bindende Proteine, die aktiv sind, wenn GTP gebunden ist, und inaktiv, wenn GDP gebunden ist.

Das allgemeine Modell ist, dass die Der GTP-gebundene Zustand von EF-Tu nimmt eine Konformation mit hoher Affinität für Aminoacyl-tRNA . an. Die Konformation (Form, Ladungsdichte usw.) des resultierenden ternären Komplexes (der EF-Tu, GTP und Aminoacyl-tRNA enthält) ermöglicht es dann, an die A-Stelle des Ribsosoms binden. Hydrolyse von GTP zu GDP und anorganischem Phosphat führt dazu, dass das EF-Tu eine andere Konformation annimmt. Die Aminoacyl-tRNA hat jetzt eine geringere Affinität für EF-Tu im GDP-gebundenen Zustand und vermutlich eine höhere Affinität für die A-Stelle am Ribosom, sodass sie am Ribosom verbleibt, wenn EF-Tu im GDP-gebundenen Zustand dissoziiert (beide aus Aminoacyl-tRNA und aus dem Ribosom).

Abbildung 3.5.17.

(4) EF‑Tu ist mit 70.000 Kopien pro Zelle eines der am häufigsten vorkommenden Proteine ​​in E. coli. Dies entspricht fast der Anzahl der Aminoacyl-tRNAs pro Zelle, sodass sich die meisten Aminoacyl-tRNAs wahrscheinlich im ternären Komplex befinden, wenn die GTP-Konzentration ausreichend hoch ist.

B. GTP

  1. Erforderlich für die Bindung von Aminoacyl‑tRNA.
  2. Hydrolyse fördert die Dissoziation des Komplexes EF‑Tu plus GDP vom Ribosom.

C. EF‑Ts

  1. Hilft beim Recycling von EF‑Tu durch GDP‑GTP-Austausch.
  2. EF-Ts bindet an EF-Tu, das mit BIP komplexiert ist, was zu einer Dissoziation des BIP führt. GTP kann nun an den EF-Tu-Ts-Komplex binden, wodurch EF-Ts dissoziieren und EF-Tu mit GTP komplexiert zurückbleiben. Dieser letztere binäre Komplex ist bereit, eine andere Aminoacyl-tRNA zu binden.

D. Das Antibiotikum Kirromycin verhindert die Freisetzung von EF‑Tu‑GDP und blockiert dadurch die Elongation. Dies zeigt, dass ein Schritt abgeschlossen sein muss, bevor der nächste stattfinden kann, und verdeutlicht die Bedeutung des EF-Tu-GTP/BIP-Zyklus.

2. Peptidyltransferase auf der großen ribosomalen Untereinheit

A. Die Peptidyltransferase-Reaktion erfolgt über nukleophile Verdrängung. Die Aminogruppe von Aminoacyl‑tRNA (Position n) greift die "C‑terminale" Carboxylgruppe der Peptidyl‑tRNA an (Position n‑1in der mRNA). Dies führt zur Spaltung der hochenergetischen Peptidyl-tRNA-Ester-Bindung, wodurch die freie Energie zum Antreiben der Reaktion bereitgestellt wird. Die resultierenden Reaktionsprodukte sind deacylierte tRNA an der P-Stelle und Peptidyl-tRNA an der A-Stelle.

Abbildung 3.5.18. Peptidyltransferase-Reaktion

B. Rolle der rRNA in der Katalyse

Es ist wahrscheinlich, dass rRNA das katalytische Zentrum für die Peptidyltransferase-Aktivität bereitstellt, wobei möglicherweise einige ribosomale Proteine ​​dabei helfen, die rRNA in der richtigen Konformation für die Katalyse zu halten. Diese Schlussfolgerung wird durch mehrere Untersuchungslinien gestützt, von denen einige im Folgenden aufgeführt sind.

  1. Von keinem Protein, allein oder in Kombination mit anderen Proteinen, wurde gezeigt, dass es die Bildung von Peptidbindungen katalysiert.
  2. Spezifische Regionen der 16S-rRNA (in der kleinen Untereinheit) interagieren mit den Anticodon-Regionen der tRNA sowohl an der A- als auch an der P-Stelle. Im Gegensatz dazu interagiert 23S rRNA in der großen Untereinheit mit dem CCA-Terminus der Peptidyl‑tRNA und platziert ihn somit an der richtigen Stelle für die Peptidyltransferase.
  3. Die Antibiotika Erythromycin und Chloramphenicol blockieren die Peptidyltransferase. Einige Mutationen, die ihnen eine Resistenz verleihen, werden auf die 23S-rRNA-Sequenz abgebildet (andere auf einige ribosomale 50S-Proteine).
  4. Ein Präparat, das aus 23S-rRNA und einigen Resten von großen Untereinheitsproteinen besteht, behält die Peptidyltransferase-Aktivität bei. Für weitere Informationen siehe Noller et al. (1992)Ungewöhnliche Resistenz der Peptidyltransferase gegen Proteinextraktionsverfahren. Wissenschaft 256: 1416-1419.
  5. Ribozym-RNAs können ausgewählt werden, die die Bildung von Peptidbindungen katalysieren. In diesem Experiment starteten die Forscher mit einem Pool von 1,3 × 1015 verschiedenen RNAs von 72 Nukleotiden, flankiert von konstanten Regionen. Sie lassen diese große Population von RNAs eine Peptidbindungsbildung katalysieren, die eine Biotinyl-markierte Aminosäure (in einer chemischen Nachahmung einer P-Stelle) an eine mit der RNA verbundene Aminosäure (in einer chemischen Nachahmung einer A-Stelle) hinzufügt. Die RNAs, die die Reaktion erfolgreich katalysierten, waren extrem selten, wurden aber jetzt kovalent an eine Biotinmarkierung gebunden. Somit konnten sie durch Bindung an Streptavidin aus der Population selektiert werden. PCR wurde verwendet, um die erfolgreichen RNAs zu amplifizieren, und das Verfahren wurde 19 Mal wiederholt. Zu diesem Zeitpunkt charakterisierten die Forscher 9 RNAs, die die Reaktion katalysierten. Sie fanden heraus, dass diese RNAs die Reaktionsgeschwindigkeit gegenüber der unkatalysierten Reaktion um den Faktor 106 erhöhten.
  6. Die dreidimensionale Struktur des Ribosoms zeigt, dass das aktive Zentrum aus RNA besteht. Die Struktur eines Ribosoms, das mit einem auf das aktive Zentrum gerichteten Inhibitor kristallisiert wurde, wurde ebenso bestimmt wie die Struktur ohne den Inhibitor. Dies ermöglichte es den Forschern, genau zu sehen, wo sich das aktive Zentrum der Peptidyltransferase innerhalb der Struktur befindet. Um diese Stelle herum ist nur RNA zu sehen. Das nächste Protein ist 20 Angström entfernt, zu weit, um an der Katalyse teilzunehmen.

3. Translokation

A. Der Translokationsschritt bewegt das Ribosom um weitere 3 Nukleotide stromabwärts (ein Codon) und bewegt die Peptidyl‑tRNA zur P‐Stelle (Position n), deacylierte tRNA tritt durch die E-Stelle aus und die A-Stelle (Position n+1) ist für eine weitere Elongationsrunde frei.

B. Dehnungsfaktor G = EF-G

  1. Dies ist ein weiteres sehr häufiges Protein mit etwa 20.000 Kopien pro Zelle, was der Anzahl der Ribosomen entspricht.
  2. EF‑G‑GTP bindet an das Ribosom, um die Translokation zu unterstützen, und wird bei der GTP-Hydrolyse freigesetzt (GTPase stammt aus einer ribosomalen Komponente).
  3. Neuere Strukturstudien (von A. Dahlberg und Kollegen) zeigen, dass EF-G im GTP-gebundenen Zustand eine ähnliche Form hat wie der ternäre Komplex aus EF-Tu, GTP und Aminoacyl-tRNA. Wie der letztgenannte ternäre Komplex hat auch EF-G im GTP-gebundenen Zustand eine hohe Affinität zur A-Stelle am Ribosom. Dies kann dazu beitragen, die Bewegung der Peptidyl-tRNA von der A-Stelle zur P-Stelle voranzutreiben und sie durch EF-G (GTP) an der A-Stelle zu ersetzen.

C. Hydrolyse von GTP ist für die Dissoziation von EF‑G nach Translokation erforderlich. Die GTPase ist Teil des Ribosoms, nicht EF-G.

Abbildung 3.5.20.

D. Aktion von Fusidinsäure die Notwendigkeit einer Freigabe des EF-G-BIP aufgedeckt. In Gegenwart von Fusidinsäure bindet EF‑G‑GTP das Ribosom, GTP wird hydrolysiert und das Ribosom bewegt sich um drei Nukleotide. Aber der Ribosom-EF-G-GDP-Komplex wird durch diese Verbindung stabilisiert und die Translation gestoppt.

e. Ribosomen können EF‑Tu und EF‑G nicht gleichzeitig binden. EF-Tu muss seine Aktion beenden, bevor EF-G wirken kann, und EF-G muss seinen Zyklus abschließen, bevor EF-Tu erneut wirken kann, um eine weitere Aminoacyl-tRNA einzubringen.

F. Wirkung von Diphtherie-Toxin

  1. Das eukaryotische Analogon zu EF‑G ist eEF2, die ebenfalls eine von der GTP-Hydrolyse abhängige Translokase ist. Es wird auch durch Fusidinsäure blockiert.
  2. Diphtherietoxin katalysiert die Addition von ADP‑Ribose (aus dem Substrat NAD+) an eEF2 und inaktiviert es dadurch. Das Ziel der ADP‑Ribosylierung ist modifiziertes Histidin, das in eEF2 vieler Spezies gefunden wird.

C. Der "Nachteil" der Nonsense-Suppression ist, dass die Suppressor-tRNA an jedem Amber-Codon wirken kann. Daher konkurriert sie mit den Freisetzungsfaktoren bei der Erkennung der normalen Terminationscodons. Wenn die Suppressor-tRNA anstelle von Releasing-Faktoren verwendet wird, verläuft die Translation in der mRNA weiter als erwartet, was zur Produktion von abweichenden Proteinen führt. Suppressor-Stämme von E colikönnen ziemlich krank sein (d.h. sie wachsen nicht so gut wie Wildtyp-Sorten).

D. Zwei weitere bernsteinfarbene Suppressoren werden vom kodiert supDGen, das eine tRNA kodiert, die Ser an einem UAG inseriert, und supF, wodurch Tyr eingefügt wird.

3. Missense-Unterdrücker: Dies sind mutierte tRNAs, die zur Insertion einer Aminosäure führen, die mit der Wildtyp-Aminosäure kompatibel ist (durch die ursprüngliche Mutation verändert).

4. FRameshift-Unterdrücker: Dies sind mutierte tRNAs, deren Anticodon erweitert (oder zusammengezogen?) wurde, um der längenverändernden Mutation in der mRNA zu entsprechen.

Z.B. Betrachten Sie eine ursprüngliche Mutation 5'GGG -> 5'GGGG (ein G einfügen).

Ein Frameshift-Suppressor hätte auch ein zusätzliches C im Anticodon.

wt tRNA Anticodon 3'CCC -> Suppressor tRNA 3'CCCC.


Fajarv

Es ist im Wesentlichen eine Translation von einer Code-Nukleotidsequenz in eine andere Code-Aminosäuresequenz. Proteinsynthese ist der Prozess, bei dem einzelne Zellen Proteine ​​​​konstruieren.


Proteinbiosynthese Wikipedia

Der Prozess zur Herstellung dieses Botenstoffs wird als Transkription bezeichnet und besteht aus mehreren Schritten.

Übersetzungsschritte der Proteinsynthese mit Bildern. Replikationstranskription und -translation. Die zweite Stufe der Proteintranslation. Das zentrale Dogma der Molekularbiologie erklärt allgemein, wie genetische Informationen innerhalb biologischer Systeme fließen.

Beginnen Sie mit dem Studium der Proteinsynthese ohne Bilder. Seine Aufgabe besteht darin, die Botschaft innerhalb der Nukleotidsequenz von mrna in eine bestimmte Aminosäuresequenz zu übersetzen. Die Translation ist die zweite Phase der Proteinproduktion nach der Transkription der Kodierung von DNA in Richtungen für den Proteinaufbau in Form von mrna.

Transfer RNA hat die Form eines Kleeblattes mit drei Schlaufen. In rna c bis g und a bis u. 1 Erfordernis der Komponenten 2 Aktivierung von Aminosäuren 3 richtige Proteinsynthese 4 Chaperone und Proteinfaltung und 5 posttranslationale Modifikationen von Proteinen.

Die Schritte der Proteinsynthese, der Prozess, durch den genetische Information in Proteine ​​umgewandelt wird, sind Transkriptionstranslation und in einigen Fällen posttranslationale Modifikation und Proteinfaltungproteine ​​sind funktionelle biologische Einheiten, die aus gefalteten biochemischen Ketten bestehen, die an fast jedem chemischen Prozess beteiligt sind, der im Körper abläuft einschließlich Immunantwort. Transfer-RNA spielt eine große Rolle bei der Proteinsynthese und -translation. Schritte der Proteinsynthese.

Sowohl Desoxyribonukleinsäure als auch alle Arten von Ribonukleinsäuren sind an diesem Prozess beteiligt. Während des Verlängerungsschritts fügt die Polypeptidkette Aminosäuren an das Carboxylende hinzu, während das Kettenprotein wächst, wenn sich das Ribosom vom 5. zum 3. Ende der MRNA bewegt. Insbesondere gliedert sie sich in drei große Schritte.

Die fünf Stufen sind. Dieser Artikel beleuchtet die fünf Stufen der Proteinbiosynthese. Lerne Vokabeln und mehr mit Lernkartenspielen und anderen Lernwerkzeugen.

In diesem Artikel werden Sie in den Prozess der Proteinsynthese eingeführt, der auch als Translation bezeichnet wird. Die Translationselongation steht an zweiter Stelle bei den Proteinsyntheseschritten. Translation ist der Prozess, bei dem die von der DNA als Boten-RNA übertragenen Informationen in eine Reihe von Aminosäuren umgewandelt werden, die mit Peptidbindungen verbunden sind.

Wie stellt eine Zelle nur die Proteine ​​her, die sie braucht?Diese Fragen werden beantwortet, wenn wir die Phasen der Proteinsynthese und den Prozess der Proteinproduktion untersuchen. DNA-Replikate, die dann zu mrna transkribiert wurden, wurden schließlich durch Translation in Proteine ​​umgewandelt. Die Translation in der Proteinsynthese bezieht sich auf die Phase des Proteinaufbaus in Zellen, in der RNA dekodiert wird, um eine Kette von Aminosäuren zu produzieren.

Diese Sequenzen werden zu einem Protein zusammengefügt. Die Proteinsynthese, bei der die Nukleotidbasensequenz von mrna in die Sprache der Aminosäure übersetzt wird. In dna c bis g und a bis t.

Die RNA bildet sich als Kopie einer Seite des DNA-Strangs und wird an andere Bereiche der DNA gesendet.


Stufen der Übersetzung Artikel Khan Academy


Proteinsynthese Chemie Enzyklopädie Struktur Proteine


Proteinsynthese


Schritte der Proteinsynthese in Bezug auf die Translation


Termination der Proteinsynthese


9 5 Wie Gene reguliert werden Konzepte der Biologie 1st Canadian


Übersetzung von Mrna in Protein-Initiations-Elongation


Translation Protein Synthesis A Level Biology Revisionshinweise


Inhalt:

Ungefähr 70 % der organischen Substanz der Zelle besteht aus Protein. Protein erfüllt in der Zelle eine Vielzahl von kritischen Funktionen als Enzym, Strukturprotein oder Hormon.

Die Proteinsynthese ist der wesentliche biologische Prozess, der innerhalb der Zelle abläuft.

Es gleicht den Verlust von zellulären Proteinen durch die Produktion von neuem Protein aus. Dieser Proteinverlust erfolgt durch Abbau oder Export außerhalb der Zelle.

Protein ist das Endprodukt der Genexpression.

Schauen wir uns an, wie die Genexpression in einer Zelle erfolgt.


Zugangsoptionen

Erhalten Sie vollen Zugriff auf Zeitschriften für 1 Jahr

Alle Preise sind Nettopreise.
Die Mehrwertsteuer wird später an der Kasse hinzugefügt.
Die Steuerberechnung wird während des Bezahlvorgangs abgeschlossen.

Erhalten Sie zeitlich begrenzten oder vollständigen Artikelzugriff auf ReadCube.

Alle Preise sind Nettopreise.


Messung der Translation über neu synthetisierte Proteine

Historisch gesehen ist einer der gängigsten Ansätze zur Untersuchung dessen, was in einer biologischen Probe translatiert wird, der Nachweis der mRNA-Translationsprodukte, Proteine, über Western-Blotting. Durch die Quantifizierung der Proteinhäufigkeit unter verschiedenen Bedingungen und den Vergleich mit den Transkriptspiegeln können Rückschlüsse auf die Translation gezogen werden. Forscher müssen jedoch beim Design ihrer Experimente vorsichtig sein, da es viele Gründe gibt, warum Protein- und Transkriptspiegel nicht übereinstimmen können, einschließlich der posttranslationalen Regulation. Um einen Western Blot durchzuführen, werden Pflanzengewebe in einem Extraktionspuffer gemahlen, um ein zelluläres Lysat zu erzeugen. Die Proteine ​​im Lysat werden dann durch Polyacrylamid-Gelelektrophorese getrennt (SEITE), auf eine Membran übertragen und mit Antikörpern nachgewiesen, die für das/die interessierende(n) Protein(e) spezifisch sind. Western Blotting wird häufig verwendet, um verschiedene Behandlungen, Gewebe oder Genotypen zu vergleichen oder um die Wirkung von Nichtcodierung zu testen cis-regulatorische Elemente auch bei der Übersetzung in vitro oder in vivo (siehe unten). Der Durchsatz dieses Verfahrens ist normalerweise auf eine Handvoll Gene beschränkt und der Erfolg des Ansatzes hängt von den Expressionsniveaus des/der interessierenden Proteins/Proteine ​​sowie von der Verfügbarkeit, Spezifität und Sensitivität der Antikörper ab.

Radiomarkierung ist eine klassische Methode zur Bewertung globaler Veränderungen in der Übersetzung. Bei der radioaktiven Markierung (Abbildung 1A) werden die biologischen Proben für einen definierten Zeitraum Medien ausgesetzt, die radioaktiv markierte Aminosäuren enthalten. Neu synthetisierte Proteine ​​enthalten die radioaktiven Aminosäuren, die dann gemessen werden können Autoradiographie oder Phosphorimaging. Als Surrogatmaß für die Translationsrate dient ein Vergleich des Einbaus radioaktiver Aminosäuren unter unterschiedlichen Bedingungen oder bei unterschiedlichen genetischen Hintergründen. Diese Technik ist eine schnelle und relativ einfache Möglichkeit, Effekte auf die Massentranslation abzufragen, ohne dass Antikörper oder Transgene erforderlich sind. Die Verwendung radioaktiver Isotope, die zur Einführung der markierten Aminosäuren erforderliche Probenmanipulation und das Fehlen genspezifischer Informationen sind einige der Einschränkungen dieser Methode. Eine moderne Adaption der Radiomarkierung ist die Verwendung synthetischer Methionin-Analoga (zum Beispiel Homopropargylglycin oder Azidohomoalanin), die mit Fluoreszenz und ein 𠇌lick”-Chemie Reaktion (Tom Dieck et al., 2012). Diese Methode, genannt Flduoreszent nAnCanonisch einMinosäure Taltern (FUNCAT, Abbildung 1A), wurde in Gewebekulturen und in lebenden Organismen verwendet, wurde jedoch bisher in Pflanzensystemen nicht umfassend erforscht (Glenn et al., 2017). Diese Technik erfordert jedoch immer noch eine umfangreiche Probenmanipulation, der Nachweis ist durch den Methioningehalt eines bestimmten Proteins begrenzt und die schlecht charakterisierte Toxizität dieser Aminosäureanaloga in verschiedenen Spezies stellt eine Herausforderung für die Anpassung von FUNCAT in Pflanzensystemen dar.

ABBILDUNG 1. Methoden, die neu synthetisierte Proteine ​​messen. (EIN) Radiomarkierung und FUNCAT nutzen den Einbau markierter Aminosäuren, um neu synthetisierte Proteine ​​zu markieren. (B) SILAC verwendet den Einbau einer isotopenmarkierten Aminosäure gefolgt von MS. (C) BONCAT verlässt sich auf den Einbau von 𠇌lick”-aktivierten, nicht-kanonischen Aminosäuren, um neu synthetisierte Proteine ​​für MS zu isolieren. (D) QuaNCAT verwendet sowohl isotopenmarkierte Aminosäuren als auch nicht-kanonische Aminosäuren, um neu synthetisierte Proteine ​​für die Isolierung und Analyse durch MS zu markieren. (E) Auf Puromycylierung basierende Techniken wie SUnSET und OP-puro verwenden Puromycin, um neu synthetisierte Proteine ​​zu markieren. (F) RPM identifiziert den Ort der neuen Proteinsynthese, indem Puromycin verwendet wird, um entstehende Proteine ​​zu markieren, und Cycloheximid oder eine ähnliche Chemikalie, um Ribosomen zu pausieren. (G) PUNCH-P verwendet in vitro Puromycylierung, um neu synthetisierte Proteine ​​für MS zu isolieren.

Bei der Untersuchung der translationsregulatorischen Rolle von spezifischen cis-regulatorische Elemente in einem Gen/Transkript oder trans-wirkende Faktoren [z. B. Proteine ​​oder microRNAs (miRNAS)], in vitro Transkriptions-/Übersetzungssysteme können sehr nützlich sein. In diesem Fall a DNA-Konstrukt mit dem gewünschten cis-Regulatorische Elemente können transkribiert und übersetzt werden in vitro in Gegenwart oder Abwesenheit des putativen trans-wirkende Faktoren mit a zellfreies Proteinexpressionssystem wie Weizenkeimextrakt (Anderson et al., 1983). Der zellfreie Extrakt enthält alle notwendigen Faktoren für die Übersetzung einer vom Benutzer bereitgestellten Vorlage. Durch die Verwendung einer manipulierten Matrize können Tags in das interessierende Konstrukt eingeschlossen werden, wodurch die Notwendigkeit eines genspezifischen Antikörpers eliminiert wird und die Bewertung der Translation eines beliebigen Gens, das subkloniert werden kann, ermöglicht wird. Das zellfreie System von Arabidopsis (Murota et al., 2011) ist zwar weniger verbreitet, ermöglicht jedoch das Studium der Übersetzung mit der Option, Ihren zellfreien Extrakt individuell anzupassen, indem Sie eine eigene Arabidopsis-Mutante entwickeln oder eine aus dem umfangreichen Katalog beziehen der verfügbaren Mutanten. Ein zellfreies System, abgeleitet von Nicotiana Benthamiana Auch über BY-2-Zellen wurde berichtet (Buntru et al., 2014). Diese in vitro Systeme können verwendet werden, um die Translation eines einzelnen Gens zu messen, wie oben erwähnt, oder um zu testen, wie ein einzelner Faktor die globale Translation durch Messen des Einbaus markierter Aminosäuren verändert. Ein zellfreies System hat offensichtliche Einschränkungen, wie den Verlust der Membranarchitektur und der subzellulären Organisation, aber es ermöglicht die Untersuchung der Genstruktur und der Auswirkungen der Entfernung oder Hinzufügung von Potenzialen cis-regulatorische Elemente oder trans-wirkende Faktoren.

Wenn nur wenige Gene untersucht werden müssen, Translationale Reporterfusionen in Kombination mit transienten Expressionssystemen (Protoplasten, N. Benthamiana, Biolistik/Gen-Kanone) und/oder stabile Pflanze Transformation Ansätze können sehr hilfreich sein. Um ein Reporter-Konstrukt zu erstellen, a Reportergen, wie zum Beispiel grün fluoreszierendes Protein (GFP) wird mit dem interessierenden Pflanzengen in einem Plasmid fusioniert oder bakterielles künstliches Chromosom. Ein konstruiertes Transgen oder Expressionskonstrukt ermöglicht die Einführung vieler nützlicher Modifikationen, einschließlich: gewebespezifischer oder zeitlich regulierter Promotoren Protein-Tags, die Fluoreszenz erzeugen (z. B. GFP) oder Biolumineszenz (z. B. Firefly Luciferase) oder aktivieren Antikörper-basierter Nachweis (z.B., FLAGGE Tag) oder katalysieren kolorimetrische Reaktionen (z.B., GUS) und gezielte Modifikation der Sequenz und Struktur der kodierenden und nicht-kodierenden Elemente eines Transkripts. Transformation von Protoplasten, biolistischer Transport viraler Konstrukte und Agrobakterium-vermittelter vorübergehender Ausdruck in N. Benthamiana schnell physiologisch relevante, in planta Informationen (z. B. subzelluläre Lokalisation eines interessierenden Proteins, Reaktion auf Umweltreize usw.). Transgene Strategien sind in der Lage, noch komplexere Fragen zu beantworten, wie zum Beispiel die translationale Kontrolle mit Gewebe-zu-Gewebe-Kommunikation, die Regulation unter verschiedenen Wachstums- und Stressbedingungen oder langfristige physiologische und phänotypische Auswirkungen spezifischer Sequenzänderungen, die die Translation beeinflussen. Diese Techniken unterliegen technischen Einschränkungen, einschließlich möglicher Schwierigkeiten beim Klonen großer Gene, Konstrukttoxizität (in Escherichia coli, Agrobakteriumoder Pflanzen), variable Effizienzen der Protoplastentransformation oder biolistischen Konstruktabgabe und das Fehlen transgener Ansätze bei bestimmten Arten. Die Einbeziehung geeigneter Kontrollen ist bei dieser Art von Experimenten wesentlich, um zu verifizieren, dass die Änderung der Reporterprotein-Expression tatsächlich auf eine Änderung der Translation (und nicht auf Transkription, Proteinstabilität usw.) zurückzuführen ist, und im Allgemeinen diese Strategien haben sich für die gezielte Untersuchung einzelner interessierender Gene als sehr nützlich erwiesen.

Viele Studien zur Genregulation zielen auf die Auswirkungen auf ein oder wenige Gene ab, aber es ist auch ein erfindungsbasierter Ansatz erforderlich, ähnlich wie bei RNA-seq, das die gesamte Landschaft zellulärer Proteine ​​(das Proteom) abfragen kann. Die Messung des Proteoms kann jedoch sehr schwierig sein. Erstens muss es einen Weg geben, spezifisch zu identifizieren, welche Proteine ​​sich verändern. Zweitens muss man feststellen können, ob die Veränderung auf die Produktion neuer Proteine ​​oder auf eine Veränderung der Stabilität (oder Abbaurate) bestehender Proteine ​​zurückzuführen ist. Die Verwendung von Massenspektrometer (MS) ermöglicht die Identifizierung, welche Proteine ​​vorhanden sind, kann jedoch neu synthetisierte Proteine ​​nicht vom Großteil der gesamten zellulären Proteine ​​unterscheiden. Bei der MS werden Proteinproben mit einem Enzym verdaut und die Proteinfragmente werden ionisiert und dann durch ein Magnetfeld geschossen. Wenn die Peptide das Magnetfeld passieren, werden sie nach Masse und Ladung getrennt, um ein Muster oder Spektrum von Proteinfragmenten zu erzeugen (Clark, 2014). Das Spektrum wird dann mit einer Datenbank verglichen, die die vorhergesagten Spektren bekannter Proteine ​​enthält, um die Identität der Proteine ​​in einer Probe abzuleiten.

Obwohl MS den Vorteil hat, dass keine Antikörper zum Nachweis von Proteinen erforderlich sind, ist sie in der Anzahl der identifizierbaren Proteine ​​begrenzt, wobei häufigere Peptide bevorzugt nachgewiesen werden. MS ist ohne die Verwendung interner Standards nicht hochgradig quantitativ und die Abdeckung des Proteoms durch MS ist nicht so umfassend wie die Abdeckung des Transkriptoms durch RNA-seq. Zum Beispiel, wenn de novo Kartierung eines Planaria-Transkriptoms sequenzierte eine Studie 17.564 Kandidatentranskripte, aber nur 4.200 konnten durch MS bestätigt werden (Adamidi et al., 2011). In einer anderen Studie wurden RNA-seq und MS verwendet, um das Arabidopsis-Transkriptom zu verfeinern. Die Autoren identifizierten 27.434 Gene mit vorhergesagter Fähigkeit zur Proteincodierung, von denen 24.601 theoretisch eindeutig durch MS identifiziert werden konnten, aber in Wirklichkeit ergab die MS-Analyse nur Peptide für geschätzte 2.732 Gene (Zhang et al., 2017). Obwohl diese Zahlen aufgrund des Fehlens von Informationen darüber, welche Transkripte in einer Probe übersetzt werden, schwierig direkt zu vergleichen sind, veranschaulichen beide Beispiele, dass MS nur Peptide für eine Minderheit der Transkripte identifizieren kann, die von RNA-seq. Darüber hinaus erfordert MS typischerweise mehr Ausgangsmaterial als RNA-seq, was bei der Arbeit mit Pflanzen aufgrund der Schwierigkeit, Pflanzenzellen effizient zu lysieren, des hohen Polysaccharidgehalts ihrer Zellvertiefungen, der reichlichen Sekundärmetaboliten und des geringen Proteingehalts besonders problematisch sein kann (Koroleva und Bindschedler, 2011). Schließlich beruht MS auf der Kartierung von Peptidfragmenten gegen ein gut annotiertes Genom, das für viele Pflanzenarten derzeit nicht verfügbar ist.

Eine Technik, die entwickelt wurde, um MS-basierte Messungen quantitativer zu machen, ist STisch ichsotope letikettieren von einAminosäuren in Celle Kultur (SILAC, Abbildung 1B) (Ong et al., 2002). Isotopenmarkierte Aminosäuren, die eine veränderte Masse aufweisen, werden dem Kulturmedium zum Einbau während der Proteinbiosynthese zugesetzt. Differenziell markierte Aminosäuren (die einzigartige Isotope und daher einzigartige Massen aufweisen) können verwendet werden, um zwischen mehreren Proben oder Bedingungen zu unterscheiden. Durch die Verwendung eines Pulses markierter Aminosäuren, pSILAC, kann die neue Proteinsynthese während eines diskreten Zeitraums gemessen werden (Schwanhausser et al., 2009). Bei der MS-Analyse markieren die markierten Aminosäuren neu synthetisierte Proteine ​​und zeigen, welche Proteine ​​das Ergebnis der Translation nach der Behandlung im Vergleich zu Proteinen sind, die vor der Behandlung existierten. Die SILAC-Technik hat sich in Tiermodellen als sehr quantitativ und nützlich erwiesen und kann auf die Untersuchung von Pflanzen angewendet werden. Bis heute wurde es erfolgreich eingesetzt, um Veränderungen im Proteom von Arabidopsis-Keimlingen unter Salzstress zu untersuchen (Lewandowska et al., 2013). Es ist erwähnenswert, dass SILAC möglicherweise nicht die Methode der Wahl für Proteomstudien an Pflanzen ist, da es schwierig ist, eine vollständige Markierung des Proteoms zu erreichen (Gruhler et al., 2005). Für diese Anwendung sind Verfahren, die ausschließlich Stickstoffisotope verwenden [z. B. hydroponic ichsotope lKennzeichnung von eganz Plants, HILEP (Bindschedler et al., 2008) oder STisch ichsotope letikettieren ichn Planta, SILIP (Schaff et al., 2008)] werden bevorzugt, da sie eine höhere Markierungseffizienz erreichen können. Ähnlich wie SILAC, BiorthÖgonal nAnCanonisch einMinosäure Taltern (BONCAT, Abbildung 1C) von neu synthetisierten Proteinen ermöglicht die Isolierung von Proteinen über Affinitätsreinigung gefolgt von einer MS-Analyse (Dieterich et al., 2006). BONCAT verwendet eine 𠇌lick”-Chemiereaktion, um ein Tag (z. B. Biotin) zur nichtkanonischen Aminosäure, die dann die Reinigung der markierten Proteine ​​(z. B. über Streptavidin Perlen). Über BONCAT wurde nur in einer Arabidopsis-Studie berichtet (Glenn et al., 2017), was darauf hindeutet, dass die MS-basierte Identifizierung von naszierenden Proteinen möglicherweise eine zu wenig genutzte Technik für Pflanzentranslationsexperimente ist. Eine Kombination dieser beiden Ansätze, genannt quanativ nAnCanonisch einMinosäure Taltern (QuaNCAT, Abbildung 1D), zielt darauf ab, bessere translationale Daten bereitzustellen, indem die begrenzte Markierung, die durch einen SILAC-Puls erreicht wird, und das Fehlen quantitativer Daten, die mit markierungsfreiem BONCAT erhalten wurden, überwunden wird (Howden et al., 2013).

Mehrere Puromycin-basierte Techniken wurden in nicht-pflanzlichen Systemen entwickelt, um sowohl die Translation zu untersuchen in vitro (Wool und Kurihara, 1967) und in vivo (Nakano und Hara, 1979). Puromycin ist ein Antibiotikum, das Aminoacyl-tRNAs nachahmt, wodurch es einer wachsenden Polypeptidkette hinzugefügt werden kann (Puromycylierung) bevor die Übersetzung beendet wird (Nathans, 1964). In hohen Konzentrationen ist Puromycin toxisch und hemmt die Proteinsynthese (Yarmolinsky und Haba, 1959). Richtig Titration der Konzentration von Puromycin werden neu translatierte Proteine ​​effektiv “tag” (Wool und Kurihara, 1967), ohne die Gesamttranslationsrate zu verändern. Diese puromycylierten Proteine ​​können dann unter Verwendung eines Anti-Puromycin-Antikörpers spezifisch nachgewiesen werden (Eggers et al., 1997), was eine Messung der Proteinsyntheserate ermöglicht. Während die Anwendung der nicht-radioaktiven Puromycylierung in Säugersystemen validiert wurde [sowohl in Zellkulturen als auch in in vivo (Goodman et al., 2011)], ist seine Verwendung zur Untersuchung der Translation in Pflanzen eingeschränkter (Basbouss-Serhal et al., 2015 Van Hoewyk, 2016).

In surface sensing von TÜbersetzung (SUnSET, Abbildung 1E) (Schmidt et al., 2009) wird Puromycin lebenden Zellen oder Organismen in einer geeigneten Konzentration zugesetzt, um in neu synthetisierte Peptide eingebaut zu werden, ohne Toxizität zu verursachen. Dann wird ein Anti-Puromycin-Antikörper verwendet, um das Vorhandensein dieser “tagged”-Proteine ​​auf der Zelloberfläche nachzuweisen. Die Methode ermöglicht die Visualisierung globaler Veränderungen in der Proteinsynthese, z. B. während der Entwicklung, als Reaktion auf Stimuli oder zwischen verschiedenen Genotypen und in Verbindung mit fluoreszenzaktivierter Zellsortierung (FACS) ermöglicht es die Trennung verschiedener Zellpopulationen anhand ihres Proteinsynthesepotentials. Ursprünglich für die Verwendung mit FACS entwickelt, wurde das SUnSET-Konzept auch zur Messung des Puromycin-Einbaus über Western Blot (Goodman et al., 2011) und zur Einzelzell-Visualisierung über Immunhistochemie (Goodman et al., 2011) auf dieselbe Weise wie die allgemeine Puromycylierung.

Puromycylierung kann auch ohne Antikörper direkt über eine 𠇌lick”-Chemietechnik unter Verwendung des Puromycin-Derivats . nachgewiesen werden Ö-Propargyl-Puromycin (Liu et al., 2012 Abbildung 1E). Andere Variationen der Puromycin-Markierung umfassen die Kopplung von Puromycin mit Cycloheximid oder Emetin (David et al., 2012) RiboPuromycylierung, oder RPM (Seedhom et al., 2016), Abbildung 1F], um Ribosomen mit ihren entstehenden Puromycin-markierten Peptiden zu pausieren und die subzelluläre Lokalisation der Translation aufzudecken, und Verwendung eines photoaktivierten Puromycins, um mehr räumliche und zeitliche Messungen der Translation zu ermöglichen (Buhret al., 2015). Alle diese Ansätze können jedoch nur verwendet werden, um allgemeine Veränderungen in der Translation zu untersuchen, sofern sie nicht mit anderen nachgeschalteten Schritten zur Identifizierung der neu synthetisierten Proteine ​​kombiniert werden. PuRomycin-assoziiert nAufstieg CHain Proteomik (PUNCH-P, Abbildung 1G) ist eine solche Puromycin-basierte Methode, die biotinyliertes Puromycin verwendet, um Proteine ​​nach der zentrifugalen Isolierung von Ribosomen–mRNA-Komplexen zu markieren (Aviner et al., 2013). Die markierten Peptide werden dann unter Verwendung von Streptavidin-Kügelchen zur MS-basierten Identifizierung gesammelt.

Während die Verwendung von Puromycin die Schwierigkeiten bei der Arbeit mit Radioaktivität oder anderen Isotopen beseitigt, muss darauf geachtet werden, dass die Puromycin-Dosis keine Zelltoxizität induziert oder die Proteinsyntheserate verändert, während dennoch ausreichend freies Puromycin zur Verfügung gestellt wird, um neu erzeugte Peptide zu markieren. Die richtige Titration von Puromycin-Konzentrationen und das Fehlen von Zellkultursystemen bei den meisten Pflanzenarten stellen wichtige Herausforderungen bei der Anpassung von Puromycin-basierten Methoden für den Einsatz in Pflanzen dar. Darüber hinaus müssen Forscher bedenken, dass der Einbau von Puromycin zu verkürzten Proteinprodukten führt, die einer veränderten Stabilität unterliegen können. Die derzeit begrenzte Verwendung dieser Puromycin-basierten Techniken zur Verfeinerung unseres Wissens über die Translation in Pflanzen legt nahe, dass dies ein potenzieller Bereich für das Wachstum in Pflanzentranslationsstudien ist.


Proteinsynthese: Transkription und Translation

Hier ist die dritte BIO101-Vorlesung (vom 08.05.2006). Auch hier würde ich mich über Kommentare zur Richtigkeit sowie Verbesserungsvorschläge freuen.

DNA is a long double-stranded molecule residing inside the nucleus of every cell. It is usually tightly coiled forming chromosomes in which it is protected by proteins.

Each of the two strands of the DNA molecule is a chain of smaller molecules. Each link in the chain is composed of one sugar molecule, one phosphate molecule and one nucleotide molecule. There are four types of nucleotides (or 'bases') in the DNA: adenine (A), thymine (T), guanine (G) and cytosine (C). The two strands of DNA are structured in such a way that an adenine on one strand is always attached to a thymine on the other strand, and the guanine of one strand is always bound to cytosine on the other strand. Thus, the two strands of the DNA molecule are mirror-images of each other.

The exact sequence of nucleotides on a DNA strand is the genetic code . The total genetic code of all of the DNA on all the chromosomes is the genome . Each cell in the body has exactly the same chromosomes and exactly the same genome (with some exceptions we will cover later).

A gene is a small portion of the genome - a sequence of nucleotides that is expressed together and codes for a single protein (polypeptide) molecule.

Cell uses the genes to synthetise proteins. This is a two-step process. The first step is transcription in which the sequence of one gene is replicated in an RNA molecule. The second step is translation in which the RNA molecule serves as a code for the formation of an amino-acid chain (a polypeptide).

For a gene to be expressed, i.e., translated into RNA , that portion of the DNA has to be uncoiled and freed of the protective proteins. An enzyme, called DNA polymerase , reads the DNA code (the sequence of bases on one of the two strands of the DNA molecule) and builds a single-stranded chain of the RNA molecule. Again, where there is a G in DNA, there will be C in the RNA and vice versa. Instead of thymine, RNA has uracil (U). Wherever in the DNA strand there is an A, there will be a U in the RNA, and wherever there is a T on the DNA molecule, there will be an A in the RNA.

Once the whole gene (100s to 10,000s of bases in a row) is transcribed, the RNA molecule detaches. The RNA (called messenger RNA or mRNA) may be further modified by addition of more A bases at its tail, by addition of other small molecules to some of the nucleotides and by excision of some portions ( introns ) out of the chain. The removal of introns (the non-coding regions) and putting together the remaining segments - exons - into a single chain again, is called RNA splicing. RNA splicing allows for one gene to code for multiple related kinds of proteins, as alternative patterns of splicing may be controlled by various factors in the cell.

Unlike DNA, the mRNA molecule is capable of exiting the nucleus through the pores in the nuclear membrane. It enters the endoplasmatic reticulum and attaches itself to one of the membranes in the rough ER.

Three types of RNA are involved in the translation process: mRNA which carries the code for the gene, rRNA which aids in the formation of the ribosome, and tRNA which brings individual amino-acids to the ribosome. Translation is controlled by various enzymes that recognize specific nucleotide sequences.

The genetic code (nucleotide sequence of a gene) translates into a polypeptide (amino-acid sequence of a protein) in a 3-to-1 fashion. Three nuclotides in a row code for one amino-acid. There are a total of 20 amino-acids used to build all proteins in our bodies. Some amino-acids are coded by a single triplet code, or codon . Other amino-acids may be coded by several different RNA sequences. There is also a START sequence (coding for fMet) and a STOP sequence that does not code for any amino-acid. The genetic code is (almost) universal. Except for a few microorganisms, all of life uses the same genetic code.

When the ribosome is assembled around a molecule of mRNA, the translation begins with the reading of the first triplet. Small tRNA molecules bring in the individual amino-acids and attach them to the mRNA, as well as to each other, forming a chain of amino-acids. When a stop signal is reached, the entire complex disassociates. The ribosome, the mRNA, the tRNAs and the enzymes are then either degraded or re-used for another translational event.

Protein synthesis - post-translational modifications

Translation of the DNA/RNA code into a sequence of amino-acids is just the beginning of the process of protein synthesis.

The exact sequence of amino-acids in a polypeptide chain is the primary structure of the protein.

As different amino-acids are molecules of somewhat different shapes, sizes and electrical polarities, they react with each other. The attractive and repulsive forces between amino-acids cause the chain to fold in various ways. The three-dimensional shape of the polypeptide chain due to the chemical properties of its component amino-acids is called the secondary structure of the protein.

Enzymes called chaperonins further modify the three-dimensional structure of the protein by folding it in particular ways. The 3D structure of a protein is its most important property as the functionality of a protein depends on its shape - it can react with other molecules only if the two molecules fit into each other like a key and a lock. The 3D structure of the fully folded protein is its tertiary structure .

Prions , the causes of such diseases as Mad Cow Disease, Scabies and Kreutzfeld-Jacob disease, are proteins. The primary and secondary structure of the prion is almost identical to the normally expressed proteins in our brain cells, but the tertiary structure is different - they are folded into different shapes. When a prion enters a healthy brain cell, it is capable of denaturing (unwinding) the native protein and then reshaping it in the same shape as the prion. Thus one prion molecule makes two - those two go on and make four, those four make eight, and so on, until the whole brain is just one liquifiied spongy mass.

Another aspect of the tertiary structure of the protein is addition of small molecules to the chain. For instance, phosphate groups may be attached to the protein (giving it additional energy). Also, short chains of sugars are usually bound to the tail-end of the protein. These sugar chains serve as "ZIP-code tags" for the protein, informing carrier molecules exactly where in the cell this protein needs to be carried to (usually within vesicles that bud off the RER or the Golgi apparatus). The elements of the cytoskeleton are used as conduits ("elevators and escalators") to shuttle proteins to where in the cell they are needed.

Many proteins are composed of more than one polypeptide chain. For instance, hemoglobin is formed by binding together four subunits. Each subunit also has a heme molecule attached to it, and an ion of iron attached to the heme (this iron is where oxygen binds to hemogolobin). This larger, more complex structure of the protein is its quaternary structure .

Peter H. Raven, George B. Johnson, Jonathan B. Losos, and Susan R. Singer, Biology (7th edition), McGraw-Hill Co. NY, Chapters 3, 14 and 15.


Verbesserung der Proteinsynthese für die synthetische Biologie

Die Erweiterung des genetischen Codes für die Synthese von Proteinen, die nichtkanonische Aminosäuren enthalten, ist ein schnell wachsendes Gebiet in der synthetischen Biologie. Die Schaffung optimaler orthogonaler Translationssysteme erfordert die Neugestaltung zentraler Komponenten der Proteinsynthesemaschinerie auf der Grundlage eines soliden mechanistischen biochemischen Verständnisses des Syntheseprozesses.

Der genetische Code galt als unveränderlich. Als die genetische Codetabelle definiert wurde, ließ sich ihre Entwicklung am einfachsten durch Cricks Theorie des eingefrorenen Unfalls erklären 1 . Im Mittelpunkt der Theorie stand die Idee, dass die Stabilität des Proteoms und die Genauigkeit der Proteinsynthese für die Lebensfähigkeit der Zellen unerlässlich sind. Diese Ideen entstanden neben einer aufkommenden Molekularbiologie, die sich vor der Genomsequenzierung und Proteomik entwickelte, als vieles von dem, was wir heute über die mikrobielle und molekulare Biodiversität des Lebens wissen, noch unentdeckt und unbekannt war. Seit der Aufklärung des genetischen Codes in den 1960er Jahren sind die spannendsten und überraschendsten Erkenntnisse die Ausnahmen vom Standardcode und die Entdeckung einer weitaus größeren Diversität als erwartet in den Mechanismen der Aminoacyl-tRNA-Bildung und Proteinsynthese.


Übersetzung

Unsere Redakteure prüfen, was Sie eingereicht haben, und entscheiden, ob der Artikel überarbeitet werden soll.

Übersetzung, the synthesis of protein from RNA. Hereditary information is contained in the nucleotide sequence of DNA in a code. The coded information from DNA is copied faithfully during transcription into a form of RNA known as messenger RNA (mRNA), which is then translated into chains of amino acids. Amino acid chains are folded into helices, zigzags, and other shapes to form proteins and are sometimes associated with other amino acid chains.

The specific amounts of amino acids in a protein and their sequence determine the protein’s unique properties for example, muscle protein and hair protein contain the same 20 amino acids, but the sequences of these amino acids in the two proteins are quite different. If the nucleotide sequence of mRNA is thought of as a written message, it can be said that this message is read by the translation apparatus in “words” of three nucleotides, starting at one end of the mRNA and proceeding along the length of the molecule. These three-letter words are called codons. Each codon stands for a specific amino acid, so if the message in mRNA is 900 nucleotides long, which corresponds to 300 codons, it will be translated into a chain of 300 amino acids.

Translation takes place on ribosomes—complex particles in the cell that contain RNA and protein. In prokaryotes (organisms that lack a nucleus) the ribosomes are loaded onto the mRNA while transcription is still ongoing. The mRNA sequence is read three bases at a time from its 5’ end toward its 3’ end, and one amino acid is added to the growing chain from its respective transfer RNA (tRNA), until the complete protein chain is assembled. Translation stops when the ribosome encounters a termination codon, normally UAG, UAA, or UGA (where U, A, and G represent the RNA bases uracil, adenine, and guanine, respectively). Special release factors associate with the ribosome in response to these codons, and the newly synthesized protein, tRNAs, and mRNA all dissociate. The ribosome then becomes available to interact with another mRNA molecule.

Any one mRNA is translated by several ribosomes along its length, each one at a different stage of translation. In eukaryotes (organisms that possess a nucleus) ribosomes that produce proteins to be used in the same cell are not associated with membranes. However, proteins that must be exported to another location in the organism are synthesized on ribosomes located on the outside of flattened membranous chambers called the endoplasmic reticulum (ER). A completed amino acid chain is extruded into the inner cavity of the ER. Subsequently, the ER transports the proteins via small vesicles to another cytoplasmic organelle called the Golgi apparatus, which in turn buds off more vesicles that eventually fuse with the cell membrane. The protein is then released from the cell.


Post Transcriptional Factors

Post transcriptional factors facilitate the conversion of pre-mRNA into mature mRNA and only occur in eukaryotic organisms.

  • At the 3’ end, a poly-a-tail is added to contribute to the stability of the mRNA
  • At the 5’ end, a methyl-g-cap is added to protect the mRNA from enzyme attack
  • Spliceosomes cut the introns out and splice the exons together. It is important to note that a single pre-mRNA strand can become many different mature mRNA strands via a process called alternative splicing which involved exon juggling. This is the process where exons are rearranged or spliced out to produce different mRNA strands

Worksheets pdf.com is a page where you can download files and educational resources to print pdf or doc, you will find math, communication, science and env. Protein Synthesis Worksheet Answers Part A – Nidecmege

Biology transcription and translation worksheet answers. Transcription And Translation Worksheet – Fill Online …


Source: ecdn.teacherspayteachers.com

Phonetics practice exercises i linguistics 201. Replication, Transcription, and Translation Worksheet by …

Find the best free stock images about transcription and translation worksheet pdf. DNA Mutations Practice Worksheet.pdf – DNA Mutations …

Show where transcription and translation are occurring make sure to label the dna and the rna (all three types!) extra credit questions for transcription and translation test. Protein Synthesis Worksheet Page 2 | Biology lessons …

2 nd fill in the correct mrna bases by transcribing the bottom dna code. Proteins Synthesis (translation) Worksheets Answers …

Biology transcription and translation worksheet answers. Dna Coloring Transcription and Translation Elegant Dna …


Source: austinlessonplans.weebly.com

The process by which a cell spits into two daughter cells is called mitosis 2. Unit 4: DNA Structure & Replication, Protein Synthesis …


Source: smithfieldjustice.com

Download all photos and use them even for commercial projects. 30 Transcription and Translation Worksheet | Education …

Each line of the poem contains one word that is transcribed incorrectly, at the phonemic or broad level of transcription. Coloring worksheet that explains transcription and …

Phonetic quizzes as worksheets to print. Replication, Transcription, and Translation Worksheet Part …

Each line of the poem contains one word that is transcribed incorrectly, at the phonemic or broad level of transcription. Protein Synthesis and Amino Acid Worksheet Answer Key …


Schau das Video: Transkription Biologie GeroMovie kurze Version (September 2022).


Bemerkungen:

  1. Cohen

    Ich weiß nicht, ich weiß nicht

  2. Orvin

    Danke, in einem Atemzug gelesen

  3. Bacstair

    Entschuldigung, dass ich Sie unterbreche, würde gerne eine andere Lösung vorschlagen.

  4. Erich

    Wunderbarerweise sehr gute Informationen

  5. Macbean

    Es wurde speziell in einem Forum registriert, um Ihnen zu sagen, dass Sie für die Unterstützung berichtet werden.

  6. Mujar

    Dies ist eine wertvolle Meinung



Eine Nachricht schreiben